BAB IV METODE PENELITIAN
4.7 Prosedur Penelitian
4.7.3 Prosedur kerja
1. Dipilih 36 ekor tikus, umur 24-26 minggu, sehat dengan berat badan 180- 200 gram.
2. Dilakukan adaptasi selama 7 hari sebelum penelitian dilakukan lalu tikus dibagi menjadi 2 kelompok, 18 ekor per kelompok secara acak.
3. Kelompok kontrol (P0) diberikan 1cc/200gram plasebo (akuades) dan 1 jam kemudian diberikan alkohol 40% sebanyak 1cc/200 gram bb selama 14 hari.
4. Kelompok perlakuan (P1) diberikan ekstrak rumput laut dengan dosis 180mg/1cc per 200gram bb setiap harinya, dan diberikan 1 jam sebelum pemberian alkohol 40% sebanyak 1 cc/200 gram selama 14 hari.
5. Pada hari ke-14, dilakukan pengambilan darah untuk memeriksa kadar ALT dan AST tikus. Lalu pada hari yang sama, dilakukan pembedahan untuk mendapatkan gambaran histopatologinya pada masing-masing kelompok yang menjadi data post test.
6. Tikus yang telah dieutanasia, diurus dengan layak untuk selanjutnya dikuburkan dengan baik.
4.7.4 Prosedur pemeriksaan ALT dan AST
Pada hari ke-14, semua kelompok diambil darahnya untuk pemeriksaan kadar ALT dan AST. Sebelum pengambilan darah, tikus dianastesi dengan menggunakan Ketamine xylazine dengan perbandingan 1:1, dengan dosis 0,05 cc secara intramuskular. Darah diambil menggunakan mikrokapiler melalui medial canthus sinus orbitalis menuju Vena Retro Orbitalis. Ujung tabung mikrokapiler dimasukkan ke sudut bagian dalam kantung mata, dengan sudut 450 dari tengah mata. Darah diambil sebanyak 1,5cc kemudian ditampung dalam tabung reaksi yang di dalamnya sudah terdapat antikoagulan (EDTA) lalu disentrifus dengan kecepatan 3000 rpm selama 10 menit. Plasma darah yang didapat, diambil menggunakan pipet mikro dan dimasukkan ke dalam tabung lainnya untuk dilakukan pengukuran kadar ALT dan AST menggunakan kit merk DiaSys.
Pembacaan aktivitas ALT dan AST dilakukan 1 menit kemudian dengan menggunakan alat spektrofotometer UV dengan panjang gelombang 365 nm (Laboratory Animal Unit, Universitas Udayana).
4.7.5 Prosedur pembedahan
Pembedahan dilakukan pada hari ke-14 setelah pengambilan darah selesai, semua kelompok dibedah untuk diambil organ hatinya. Sebelum dibedah, tikus dieutanasia dengan ketamine xylazine, perbandingan 1;1 dengan dosis 0,3 cc disuntikan secara intrakardial. Setelah beberapa saat, letakan jari di daerah dada tikus untuk memastikan denyut jantung tidak teraba lagi dan pastikan bahwa reflek pupil negatif. Kemudian tikus diambil organ hatinya, dan dibuat preparat
menggunakan metode histologi baku dengan pengecatan Haematoxilin-Eosin.
Setelah semua prosedur penelitian selesai dilakukan, tikus yang telah dieutanasia, diurus dengan layak untuk selanjutnya dikuburkan dengan baik (Laboratory Animal Unit, Universitas Udayana).
4.7.6 Prosedur pembuatan preparat
Pembuatan sediaan hepar dilakukan dengan metode paraffin dengan tahapan sebagai berikut ini (Setiawan, 2014):
a). Fiksasi
Hati tikus dimasukkan ke dalam formalin 10%.
b). Dehidrasi
Hati tikus dimasukkan ke dalam alkohol 30%, 40%,50%, 60%, 70%, 80%, 90%, 96% masing-masing selama 20 menit.
c). Clearing (Pembersihan)
Hati tikus dimasukkan ke dalam larutan alkohol-xilol bertingkat selama 40 menit, kemudian ke dalam xilol murni I, II, III masing-masing selama 20 menit.
d). Embedding (Penempelan)
Hati tikus dimasukkan ke dalam xilol-parafin cair bertingkat selama 20 menit, kemudian memasukkan parafin cair (57o C) I, II, III masing-masing selama 20 menit. Kemudian siapkan cetakan berupa cawan petri yang diolesi gliserin.
Lalu tuangkan parafin cair ke dalam cetakan sampai penuh, benamkan potongan organ ke dalam parafin tersebut. Tunggu sampai padat dan
keluarkan dari cetakan. Parafin tersebut dipotong menjadi bagian-bagian kecil yang tiap bagian hanya berisi satu irisan organ hati kemudian tempelkan di atas Holder.
e). Sectioning (Pemotongan)
Pasang Holder di mikrotom, atur ketebalan irisan. Lalu putar pengait mikrotom untuk mengiris.
f). Affixing (Penyematan)
Pita parafin hasil irisan direntangkan diatas kaca obyek. Kemudian diletakkan diatas hot plate bersuhu 450C sampai parafin meleleh dan sisa air dihisap dengan kertas tissue.
g). Staining (Pewarnaan)
Kaca obyek yang berisi irisan hati dimasukkan ke dalam xilol murni I, II masing-masing selama 5 menit, lalu ke alkohol-xilol bertingkat selama 5 menit, alkohol 96%, 90%, 80%, 70%, 60%, 50% masing-masing selama 5 menit lalu ke aquades I, II masing-masing selama 5 menit, kemudian ke pewarna hematoxylin selama 7 detik. Setelah itu kembali dimasukkan ke dalam aquades dan alkohol 50%, 60%, 70%, 80%, 90%, 96% masing-masing beberapa celupan lalu dimasukkan ke pewarna kedua yaitu eosin selama 5 menit. Kemudian dimasukkan ke alkohol 96% I, II masing-masing sebanyak beberapa celupan setelah itu dimasukkan ke alkohol- xilol (1:1), xilol murni I, II, III masing-masing beberapa celupan, setelah itu preparat dikering- anginkan.
h). Mounting (Penutupan)
Preparat ditutup menggunakan kaca penutup.
i). Labelling (Pemberian Label)
Preparat diberi nama sebagai identitas.
4.8 Pengamatan
Pengamatan preparat histologi menggunakan lensa obyektif dengan perbesaran 100x untuk mengamati seluruh lapangan pandang. Daerah yang diamati adalah daerah perivena yaitu daerah di sekitar Vena Sentralis. Dipilih 2 lobulus secara acak, kemudian diamati 4 lapang pandang. Kemudian dengan menggunakan pembesaran lensa obyektif 400x, dihitung sel hepatosit yang mengalami perlemakan dalam 1 lapangan pandang lalu semuanya dijumlahkan.
Perhitungan dilakukan menggunakan perangkat lunak Image Tool (Laboratorium Patologi Veteriner, Universitas Udayana).
Daerah perivena dipilih berdasarkan adanya teori bahwa stres oksidatif yang disebabkan alkohol memegang peranan penting dalam terjadinya kerusakan hati, salah satunya adalah melalui induksi dari sitokrom P-450. CYP2E1 ditemukan terutama di hepatosit hati dan paling banyak terdapat di zona perivena, hal ini menjelaskan mengapa kerusakan sel hati lebih sering terjadi pada daerah ini (Louvet and Mathurin, 2015).
4.9 Alur Penelitian
Gambar 4.2 Alur Penelitian Tikus (36 ekor)
Adaptasi (7 hari)
Kelompok kontrol 18 ekor
Kelompok perlakuan 18 ekor
Plasebo (Akuades) 1cc/200gr bb + Alkohol 40% 1cc/200gr bb
(14 hari)
Ekstrak Rumput Laut 180mg/1cc per 200gr bb
+
Alkohol 40% 1cc/200gr bb (14 hari)
Hari ke-14 kadar ALT dan AST diperiksa
Hari ke-14 diambil sediaan untuk pemeriksaan histologi sel hati
Tikus Dikuburkan Dengan Layak
Analisis dan Laporan
4.10 Analisis Data
Dalam penelitian ini semua data hasil penelitian dianalisis dengan menggunakan program SPSS for windows versi 16. Analisis data dalam penelitian meliputi:
1. Analisis Deskriptif
Analisis deskriptif dilakukan untuk mengetahui karakteristik data mean kadar ALT/SGPT, AST/SGOT dan perlemakan hati/ steatosis.
2. Uji Normalitas
Uji normalitas data dilakukan dengan Uji Shapiro-Wilk karena jumlah sampel per kelompok kurang dari 30. Data kelompok ALT/SGPT kelompok kontrol dan perlakuan, AST/SGOT kelompok kontrol dan perlakuan, dan perlemakan hati kelompok kontrol dan perlakuan pada penelitian ini berdistribusi normal dengan p>0,05.
3. Uji Homogenitas
Homogenitas data dianalisis dengan Levene’s Test. Varian data kelompok ALT/SGPT, AST/SGOT dan perlemakan hati/ steatosis pada penelitian ini dinyatakan homogen dengan p>0,05.
4. Uji Komparabilitas
Data kelompok ALT/SGPT kontrol dan perlakuan, AST/SGOT kelompok kontrol dan perlakuan, perlemakan hati/ steatosis kelompok kontrol dan perlakuan pada penelitian ini berdistribusi normal dan homogen, maka uji komparabilitas menggunakan uji t-independent.
BAB V
HASIL PENELITIAN
Penelitian ini adalah penelitian eksperimental dengan post-test only control group design yang menggunakan 36 ekor tikus putih (Rattus norvegicus) jantan galur Wistar yang sehat dengan berat badan 180-200 gram, umur 24-26 minggu, terbagi menjadi 2 (dua) kelompok, masing- masing 18 ekor tikus, yaitu kelompok kontrol (P0) yang diberikan akuades sebagai plasebo sebanyak 1cc/200gr bb tikus dan alkohol 40% sebanyak 1cc/200gr bb tikus serta kelompok perlakuan (P1) yang diberikan ekstrak rumput laut (Kappaphycus alvarezii) 180mg/1cc per 200 gr bb tikus dan alkohol 40% sebanyak 1cc/200gr bb tikus selama 14 hari. Hasil penelitian ini kemudian dianalisis dan disajikan menggunakan hasil analisis deskriptif, normalitas data, homogenitas data, dan uji komparabilitas.
5.1. Analisis Deskriptif
Kadar ALT/SGPT dan AST/SGOT diamati setelah perlakuan selama 14 hari. Hasil analisis deskriptif pada masing-masing kelompok akan disajikan pada Tabel 5.1
Tabel 5.1
Hasil Analisis Deskriptif Data Kadar ALT/ SGPT dan AST/ SGOT Variabel Kelompok
Subjek
n Rerata (IU/l)
SB (IU/l)
Minimum Maksimum
ALT Kontrol (P0) 18 111,72 74,09 55,00 305,00 ALT Perlakuan (P1) 18 70,22 18,16 41,00 106,00 AST Kontrol (P0) 18 154,00 50,53 79,00 256,00 AST Perlakuan (P1) 18 127,33 35,40 42,00 178,00 n= jumlah sampel; SB= Simpangan Baku
Perlemakan hati/ steatosis diamati setelah perlakuan selama 14 hari.
Pengumpulan data dilakukan dengan mengamati jumlah sel hati (hepatosit) yang mengalami perlemakan. Pewarnaan menggunakan Hematoxylin-Eosin (HE).
Jumlah sel hati yang mengalami perlemakan dihitung melalui mikroskop dengan pembesaran 400x (Gambar 5.2 dan Gambar 5.4). Setiap preparat diamati 4 lapang pandang untuk diambil datanya. Hasil analisis deskriptif pada masing-masing kelompok akan disajikan pada Tabel 5.2.
Tabel 5.2
Hasil Analisis Deskriptif Data Jumlah Sel yang Mengalami Perlemakan/
Steatosis Variabel Kelompok
Subjek
n Rerata (sel)
SB (sel)
Minimum Maksimum
Steatosis Kontrol (P0) 18 110,44 5,88 102,00 123,00 Steatosis Perlakuan (P1) 18 67,50 6,04 55,00 77,00
Gambar 5.1 Histologi Hati pada Kelompok Kontrol dengan Pembesaran 200x Keterangan:
1= Vena Sentralis 2= Sinusoid 3= Hepatosit
1 2 3
Gambar 5.2 Histologi Hati pada Kelompok Kontrol dengan Pembesaran400x Keterangan:
1= Sel kupffer
2= Hepatosit yang mengalami perlemakan
3= Vakuola dari hepatosit yang mengalami perlemakan
Gambar 5.3 Histologi Hati pada Kelompok Kontrol dengan Pembesaran400x Keterangan:
1= Sel kupffer
2= Hepatosit yang mengalami perlemakan
3= Vakuola dari hepatosit yang mengalami perlemakan
1
2
1 3
2 3
Gambar 5.4 Histologi Hati pada Kelompok Perlakuan dengan Pembesaran 200x Keterangan:
1= Vena Sentralis 2= Sinusoid 3= Hepatosit
Gambar 5.5 Histologi Hati pada Kelompok Perlakuan dengan Pembesaran 400x Keterangan:
1= Vena Sentralis 2= Hepatosit normal
3= Hepatosit yang mengalami perlemakan
1 2
3
1 2
3
5.2 Uji Normalitas Data
Data ALT, AST dan jumlah sel hati yang mengalami perlemakan setelah perlakuan selama 14 hari pada masing- masing kelompok diuji normalitasnya menggunakan uji Saphiro-Wilk. Hasilnya menunjukkan data ALT, AST dan perlemakan sel hati baik kelompok kontrol maupun kelompok perlakuan berdistribusi normal (p>0,05). Disajikan pada Tabel 5.3 berikut.
Tabel 5.3
Hasil Uji Normalitas Data ALT, AST dan Perlemakan Hati/ Steatosis Variabel Kelompok
Subjek
n p Keterangan
ALT Kontrol (P0) 18 0,512 Normal
ALT Perlakuan (P1) 18 0,867 Normal
AST Kontrol (P0) 18 0,714 Normal
AST Perlakuan (P1) 18 0,226 Normal
Steatosis Kontrol (P0) 18 0,587 Normal
Steatosis Perlakuan (P1) 18 0,442 Normal
n= jumlah sampel; p= taraf signifikansi
5.3 Uji Homogenitas Data
Data ALT, AST dan perlemakan sel hati diuji homogenitasnya dengan menggunakan uji Levene’s test. Hasilnya menunjukkan bahwa data ALT, AST, dan perlemakan hati kelompok kontrol dan kelompok perlakuan homogen (p>0,05), disajikan pada Tabel 5.4 berikut.
Tabel 5.4
Hasil Uji Homogenitas Data ALT, AST dan Perlemakan Hati/ Steatosis
Variabel F p Keterangan
ALT 2,504 0,121 Homogen
AST 2,422 0,129 Homogen
Stetosis 0,023 0,882 Homogen
p= taraf signifikansi
5.4 Uji Komparabilitas Data ALT
Analisis komparabilitas bertujuan untuk membandingkan rerata kadar ALT antar kelompok sesudah diberikan perlakuan berupa ekstrak rumput laut dan alkohol 40% dengan kelompok kontrol yang diberi plasebo berupa akuades dan alkohol 40%. Hasil analisis kemaknaan dilakukan dengan uji t-independent, disajikan pada Tabel 5.5 berikut.
Tabel 5.5
Perbedaan Rerata ALT antar Kelompok Sesudah Diberikan Perlakuan Kelompok
Subjek
n Rerata ALT (IU/l)
SB (IU/l)
t p
Kontrol 18 111,72 74,09 2,30 0,027
Perlakuan 18 70,22 18,16 2,30 0,027
n= jumlah sampel; SB= Simpangan Baku; t = t-test, p= signifikansi
Tabel 5.5 di atas menunjukkan bahwa rerata ALT kelompok kontrol adalah 111,72 ± 74,09 IU/l dan rerata kelompok perlakuan adalah 70,22 ± 18,16 IU/l. Analisis kemaknaan dengan uji t-independent menunjukkan bahwa nilai t =
2,30 dan nilai p = 0,027. Hal ini berarti bahwa kedua kelompok setelah diberikan perlakuan, memiliki rerata ALT yang berbeda bermakna (p<0,05).
Gambar 5.6 Grafik Perbedaan Rerata ALT antar Kelompok Sesudah Perlakuan
5.5 Uji Komparabilitas Data AST
Analisis komparabilitas bertujuan untuk membandingkan rerata kadar AST antar kelompok sesudah diberikan perlakuan berupa ekstrak rumput laut dan alkohol 40% dengan kelompok kontrol yang diberi plasebo berupa akuades dan alkohol 40%. Hasil analisis kemaknaan dilakukan dengan uji t-independent, disajikan pada Tabel 5.6 berikut.
Tabel 5.6
Perbedaan Rerata AST antar Kelompok Sesudah Diberikan Perlakuan Kelompok
Subjek
n Rerata AST (IU/l)
SB (IU/l)
t p
Kontrol 18 154,00 50,53 1,83 0,075
Perlakuan 18 127,33 35,40 1,83 0,075
n= jumlah sampel; SB= Simpangan Baku; t = t-test, p= signifikansi
Tabel 5.6 di atas menunjukkan bahwa rerata AST kelompok kontrol adalah 154,00 ± 50,53 IU/l dan rerata kelompok perlakuan adalah 127,33 ± 35,40 IU/l. Analisis kemaknaan dengan uji t-independent menunjukkan bahwa nilai t = 1,83 dan nilai p = 0,075. Hal ini berarti bahwa kedua kelompok setelah diberikan perlakuan, memiliki rerata AST yang tidak berbeda bermakna (p>0,05).
Gambar 5.7 Grafik Perbedaan Rerata AST antar Kelompok Sesudah Perlakuan
5.6 Uji Komparabilitas Data Perlemakan Sel Hati/ Steatosis
Analisis komparabilitas bertujuan untuk membandingkan rerata kadar perlemakan sel hati/ steatosis antar kelompok sesudah diberikan perlakuan berupa ekstrak rumput laut dan alkohol 40% dengan kelompok kontrol yang diberi plasebo berupa akuades dan alkohol 40%. Hasil analisis kemaknaan dilakukan dengan uji t-independent, disajikan pada Tabel 5.7 berikut.
Tabel 5.7
Perbedaan Rerata Perlemakan Hati/ Steatosis antar Kelompok Sesudah Diberikan Perlakuan
Kelompok Subjek
n Rerata
Steatosis (sel)
SB (sel)
t p
Kontrol 18 110,44 5,88 21,60 0,000
Perlakuan 18 67,50 6,04 21,60 0,000
n= jumlah sampel; SB= Simpangan Baku; t = t-test, p= signifikansi
Tabel 5.7 di atas menunjukkan bahwa rerata perlemakan sel hati/ steatosis kelompok kontrol adalah 110,44 ± 5,88 IU/l dan rerata kelompok perlakuan adalah 67,50 ± 6,04 IU/l. Analisis kemaknaan dengan uji t-independent menunjukkan bahwa nilai t = 21,60 dan nilai p = 0,000. Hal ini berarti bahwa kedua kelompok setelah diberikan perlakuan, memiliki rerata perlemakan hati/
steatosis yang berbeda bermakna (p<0,05).
Gambar 5.8 Grafik Perbedaan Rerata Perlemakan Sel Hati/ Steatosis antar Kelompok Sesudah Perlakuan
BAB VI
PEMBAHASAN HASIL PENELITIAN
6.1 Subjek Penelitian
Untuk menguji pemberian ekstrak rumput laut (Kappaphycus alvarezii) menghambat peningkatan alanine aminotransferase (ALT/SGPT), aspartate aminotransferase (AST/SGPT) dan perlemakan hati, maka dilakukan penelitian eksperimental menggunakan post-test only control group design, menggunakan 36 ekor tikus putih (Rattus norvegicus) jantan galur Wistar yang sehat, dengan berat badan 180-200 gram, berusia 24-26 minggu sebagai sampel, terbagi menjadi 2 (dua) kelompok, yaitu kelompok kontrol yang diberikan 1cc akuades sebagai plasebo dan alkohol 40% sebanyak 1cc dan kelompok perlakuan yang diberikan ekstrak rumput laut (Kappaphycus alvarezii) 180 mg/1cc per 200 gram berat badan tikus dan alkohol 40% sebanyak 1 cc selama 14 hari.
Tikus putih jantan dipilih sebagai subjek dalam penelitian ini karena tidak dipengaruhi oleh siklus menstruasi dan kehamilan (Ngatidjan, 2006). Penelitian ini mengambil sampel tikus berumur 24-26 minggu, karena pada usia tersebut tikus sudah dewasa dan tikus berumur 24 minggu (6 bulan) setara dengan manusia berumur 18 tahun (Sengupta, 2013). Usia 18 tahun diambil berdasarkan survei dari Riset Kesehatan Dasar (Riskesda) pada tahun 2007 yang melibatkan koresponden laki-laki berusia di atas 15 tahun, diperoleh data bahwa Bali adalah salah satu dari provinsi dengan prevalensi tinggi konsumsi alkohol (Suhardi, 2011).
6.2 Pengaruh Alkohol dalam Mencetuskan Perlemakan Hati/ Steatosis
Hati merupakan tempat utama metabolisme alkohol dan karena itu hati menjadi target organ yang utama dari kerusakan yang dtimbulkan oleh alkohol (Massey and Arteel, 2012).
Pada penelitian ini menggunakan 36 tikus putih yang diberikan alkohol 40% selama 14 hari, berdasarkan penelitian-penelitian sebelumnya maka digunakan dosis 1cc/ 200 gram berat badan tikus per hari untuk menginduksi kerusakan sel hati (Tommolino and Piper, 2017; Lim et al., 2015).
Ada beberapa jalur mekanisme untuk metabolisme alkohol, dan semua jalur akan menghasilkan asetaldehid, yang merupakan agen toksik terhadap hepatosit. 90% alkohol yang dikonsumsi akan dimetabolisme oleh enzim alkohol dehidrogenase (ADH) melalui lintasan yang disebut dengan major pathway (Jarvelainen, 2000). Metabolisme alkohol menyebabkan peningkatan rasio NADH/NAD+ sehingga berpengaruh terhadap homeostasis dan peningkatan konsentrasi gliserol 3-fosfat (3-GP) akan memicu proses esterifikasi asam lemak sehingga menginduksi terjadinya perlemakan hati. Asupan alkohol dalam waktu lama akan menghambat proses oksidasi asam lemak dan terjadi hambatan dalam transport VLDL ke aliran darah. Proses oksidasi alkohol akan menyebabkan gangguan metabolisme lemak dan reaksi redoks sehingga berpengaruh terhadap terjadinya hypoxic damage pada hepatosit. Keadaan hipoksia ini akan mempercepat terbentuknya ROS terutama hidrogen peroksida dan anion superoksida, sehingga menyebabkan stres oksidatif dan berujung pada terjadinya peroksidasi lipid (Louvet and Mathurin, 2015; Jarvelainen, 2000).
Teori bahwa alkohol menyebabkan stres oksidatif memegang peranan penting dalam proses terjadinya kerusakan hati, salah satunya adalah melalui induksi dari sitokrom P-450 (CYP2E1), sering disebut juga sebagai jalur sistem oksidasi etanol mikrosom (SOME). Sekitar 10% alkohol akan dimetabolisme menjadi asetaldehid melalui jalur ini sehingga dinamakan minor pathway.
CYP2E1 adalah superfamili dari hemeprotein yang berperan dalam proses oksidasi tahap akhir dan dapat memetabolisme berbagai macam susbtrat endogen dan xenobiotik. Adanya interaksi dengan beberapa zat tertentu, metabolisme CYP2E1 ini dapat menyebabkan peningkatan metabolisme zat toksik termasuk alkohol menjadi lebih reaktif dan beracun yang akhirnya berbahaya bagi sel.
CYP2E1 merupakan efektif generator dari ROS seperti radikal anion superoksida dan hidrogen peroksida, serta dengan adanya katalis besi akan menghasilkan oksidan kuat seperti radikal hidroksi. ROS akan memicu terjadinya peroksidasi membran lipid dan pelepasan sitokin (Zakhari, 2006; Lu and Cederbaum, 2008;
Louvet and Mathurin, 2015).
Perlemakan hati yang tidak disebabkan oleh alkohol, disebut sebagai perlemakan hati non-alkoholik/ non-alcoholic fatty liver disease (NAFLD). Sering dikaitkan dengan penyakit metabolik seperti obesitas sentral, diabetes melitus dan dislipidemia (Dowman et al., 2010; Chalasani et al., 2012).
Walaupun penyebab NAFLD masih kurang dimengerti, tetapi dipercaya bahwa terjadinya NAFLD didasari oleh the 2-hit hypothesis. Pada obesitas dan resistensi insulin, terjadi peningkatan jumlah asam lemak bebas di hati. Asam lemak bebas ini akan mengalami proses metabolisme di mitokondria oleh β-
oksidasi atau bisa juga mengalami proses esterifikasi dengan gliserol menjadi trigliserida. Kedua proses tersebut sama-sama akan menyebabkan penumpukan/
akumulasi trigliserida di hati. Adanya akumulasi ini mencetuskan terjadinya steatosis. Hal ini disebut sebagai first-hit theory. Hal ini akan dimediasi oleh second-hit seperti sitokin, stres oksidasi yang dapat menyebabkan peroksidasi lipid dan disfungsi mitokondria sehingga dapat berkembang menjadi steatohepatitis dan fibrosis. Stres oksidasi terjadi karena ketidakseimbangan antara ROS dan antioksidan. Peningkatan asam lemak bebas di hati akan menginduksi proses β-oksidasi di mitokondria atau enzim-enzim mikrosomal seperti CYP2E1. Dengan adanya peningkatan oksidasi asam lemak bebas dan CYP2E1 ini akan berpengaruh terhadap peningkatan kerja NADPH oksidase sehingga terbentuk radikal superoksida dan radikal hidrogen peroksida.
(Chalasani et al., 2012; Yilmaz et al., 2015).
Pada penelitian yang dilakukan oleh Feidriwan (2016) di Universitas Udayana, tentang pemberian ekstrak biji kakao yang mengandung flavonoid, telah dibuktikan bahwa kakao dapat meningkatkan jumlah sel β pankreas pada tikus diabetes. Dan penelitian oleh Augus Venty (2016) yang juga dilakukan di Universitas Udayana tentang virgin coconut oil yang mengandung medium chain triglycerides (MCT) serta komponen polifenol sudah terbukti bekerja secara sinergis dalam mencegah dislipidemia dengan cara meningkatkan β-oksidasi di mitokondria dan reverse cholesterol transport serta memperbaiki downregulation lipogenesis di hepar. Berdasarkan penelitian-penelitian tersebut, diharapkan NAFLD yang dicetuskan oleh karena penumpukan asam lemak bebas yang
disebabkan oleh penyakit metabolik, dapat dicegah dengan pemberian ekstrak rumput laut (Kappaphycus alvarezii) yang mengandung antioksidan.
Aida Setiawan (2014) dari Universitas Udayana melakukan penelitian tentang pemberian alpha lipoic acid (ALA) dan terbukti dapat menghambat peningkatan jumlah steatosis dan kadar ALT pada tikus jantan Wistar yang diberi minyak jelantah sebagai sumber radikal bebas. Second-hit theory berkaitan dengan stres oksidasi, maka diharapkan juga dengan pemberian antioksidan yang terdapat dalam rumput laut dapat menghambat terjadinya peroksidasi lipid.
6.3 Pengaruh Pemberian Ekstrak Rumput Laut (Kappaphycus alvarezii) Uji perbandingan (komparabilitas) antara 2 (dua) kelompok sesudah perlakuan berupa pemberian ekstrak rumput laut (Kappaphycus alvarezii), menunjukkan rerata ALT/SGPT kelompok kontrol adalah 111,72±74,09 IU/l dan rerata kelompok perlakuan adalah 70,22±18,16 IU/l. Analisis kemaknaan dengan uji t-independent, menunjukkan nilai t = 2,30 dan nilai p = 0,027. Hal ini berarti, kelompok perlakuan yang diberikan ekstrak rumput laut memiliki rerata ALT/SGPT yang lebih rendah bermakna daripada kelompok kontrol yang tidak diberi rumput laut (p<0,05).
Rerata AST/SGOT kelompok kontrol adalah 154,00±50,53 IU/l dan rerata kelompok perlakuan adalah 127,33±35,40 IU/l. Analisis kemaknaan dengan uji t- independent, menunjukkan bahwa nilai t = 1,83 dan nilai p = 0,075. Hal ini berarti, rerata AST/SGOT pada kelompok perlakuan yang diberikan ekstrak rumput laut, tidak lebih rendah bermakna jika dibandingkan dengan kelompok kontrol (p>0,05). Hal ini tidak sesuai dengan hipotesis penelitian ini yang
menyatakan bahwa pemberian ekstrak rumput laut menghambat peningkatan AST pada tikus yang diberi alkohol. Hasil ini dapat disebabkan karena apabila dibandingkan dengan ALT, enzim AST tidak bersifat khas dan spesifik. AST dapat ditemukan juga pada kerusakan otot rangka/skeletal, jantung, pankreas dan ginjal (Fischbach, 2004).
Efek toksik alkohol berpengaruh terhadap otot rangka/skeletal, menyebabkan skeletal myopathy ditandai dengan kelemahan dan atrofi otot (Urbano and Fernandez, 2004). Zat toksik asetaldehid yang dihasilkan dari metabolisme alkohol, merupakan inhibitor yang poten pada sintesis protein otot, baik itu protein kontraktil maupun protein non-kontraktil. Terdapat peningkatan penanda kerusakan membran otot yang diyakini berhubungan dengan ROS. Hal ini didukung oleh observasi yang dilakukan di Inggris oleh Preedy et al (2001), pada kasus alkoholik miopati didapatkan angka alfa tokoferol yang rendah.
Berkurangnya alfa tokoferol mempengaruhi terjadinya kerusakan metabolik.
Pada otot jantung, alkohol dapat menyebabkan cardiomyopathy ditandai dengan aritmia dan disfungsi ventrikel kiri jantung yang berkembang secara progresif. Kondisi ini bersifat asimptomatik dan dapat diperbaiki dengan penghentian konsumsi alkohol. Bila hal ini terus berlangsung, akan menyebabkan gagal jantung (Urbano and Fernandez, 2004). Mekanisme alkohol menyebabkan kerusakan pada otot jantung belum diketahui dengan pasti. Konsumsi alkohol yang berlebihan dapat menyebabkan disfungsi miosit dan peningkatan kadar norepinefrin. Pada hewan coba, peningkatan dosis alkohol berhubungan dengan