EKNIK PERBANYAKAN TANAMAN SAGU
(EDISI I)
Prof. Dr. Ir. Barahima Abbas, M.Si
PERSIAPAN AKADEMI KOMUNITAS NEGERI
SORONG SELATAN
UNIVERSITAS PAPUA
MANOKWARI
HALAMAN PENGESAHAN
Judul Buku Ajar : Teknik Perbanyakan Tanaman Sagu
Mata Kuliah : Teknik Perbanyakan Tanaman Sagu
Kode Mata Kuliah : AK-MKU203
Nama Penulis : Prof. Dr. Ir. Barahima Abbas, M.Si
Fakultas : Pertanian, Universitas Papua
Teminabuan, Februari 2017
Mengetahui:
Ketua Program Studi
Budidaya Tanaman Sagu Penulis,
Herman W. Tubur, SP., M.Si Prof. Dr. Ir. Barahima Abbas, M.Si
Mengesahkan: Koordinator AKNESS
Ir. F.A. Paiki, M.Si
KATA PENGANTAR
Puji dan syukur dipanjatkan kehadirat Allah Subhanahu Wataalah atas segala rahmat dan karunia-Nya sehingga buku yang berjudul: Teknik Perbanyakan Tanaman Sagu Edisi I dapat diselesaikan. Buku ini menjelaskan deskripsi singkat tanaman sagu forma logistinum dengan nama lokal Demao agar mahasiswa mengenal jenis sagu yang banyak dijumpai di hutan sagu di Sorong Selatan, syarat tumbuh tanaman sagu perlu diperkenalkan agar tidak salah melangkah dalam memperbanyak tanaman sagu, perbanyakan secara generative, perbanyakan secara vegetative, dan perbanyakan melalui kultur jaringan.
Pada kesempatan ini kami mengucapkan terima kasih kepada :
1. Kepada Pengelola skim penelitian MP3EI dengan nomor kontrak 089/SP2H/LT/DRPM/IV/ 2017 yang telah memberikan dukungan biaya penelitian sehingga buku ini dapat diwujudkan 2. Ucapan terimakasih kami haturkan kepada Akademi Negeri Sorong Selatan (AKNESS) dan
Jajarannya yang senantiasa memberikan dorongan untuk pembuatan buku ajar.
3. Akhirnya kepada semua Tim Pengajar dan semua pihak yang terlibat dalam kegiatan pembuatan buku ini kami ucapkan terima kasih.
Disadari bahwa mungkin Buku ini masih terdapat kekurangan, oleh karena itu saran-saran yang sifatnya konstruktif sangat kami harapkan. Semoga Buku ini dapat bermanfaat sebagaimana mestinya.
Manokwari, Februari 2017
Penyusun
DAFTAR ISI
Indikator Capaian Pembelajaran Mata Kuliah……….. 2
Pustaka……….. 3
II. DESKRIPSI JENIS SAGU DI INANWATAN…………... 4
Jenis-jenis Sagu..………... 4
Karakter Morfologi Sagu Demao………... 4
Karakter Pertumbuhan………... 11
IV. TEKNIK PERBANYAKAN SAGU SECARA GENERATIF... 16
Kriteria buah dan biji untuk bibit... 16
Teknik Pengecambahan..………... 16
Kelebihan Perbanyakan Generatif……... 17
Kekurangan Perbanyakan Generatif……… 17
Kemampuan Biji Berkecambah pada Berbagai Tingkat Kematangan…… 18
Kemampuan Pengecambahan dengan Membuka Kulit Luar……… 19
Kemampuan Pengecambahan dengan Perlakuan Fisik dan Kimia……….. 20
Kemampuan Pengecambahan dengan Berbagai Tingkat Kelembaban…… 20
Pustaka……….. 21
V. TEKNIK PERBANYAKAN TANAMAN SAGU SECARA VEGETATIF... 22
Variabel Ukuran Diameter Saker………... 22
Variabel Ukuran Panjang Stolon…………... 26
Daya Tumbuh Saker Terhadap Waktu Penyimpanan dan Naungan………. 28
Daya Tumbuh Saker Terhadap Pemangkasan Akar……….. 28
Daya Tumbuh Saker Terhadap Tingkat Kedalaman Penanaman………….. 29
Daya Tumbuh Saker Terhadap Perlakuan Kimia……….. 30
Pustaka……… 30
VI. TEKNIK PERBANYAKAN TANAMAN SAGU DENGAN KULTUR JARINGAN... 31
Tipe Kultur……….. 32
Faktor yang Mempengaruhi Kultur Jaringan……….. 34
Faktor Tanaman……….. 39
Faktor Lingkungan……….. 42
Faktor Penyiapan Media………. 43
Kelebihan Perbanyakan Melalui Kultur Jaringan……….. 45
Kekurangan Perbanyakan Melalui Kultur Jaringan……… 45
Pembuatan Media Kultur Jaringan………. 45
Perbanyakan Massal Sagu Melalui Kultur Jaringan………... 49
DAFTAR PUSTAKA ……… 51
DAFTAR TABEL
No Teks Halaman
1. Deskripsi daun sagu Demao pada stadia infloresensia... 7
2. Deskripsi buah sagu jenis Demao……….... 8
3. Sebaran diameter saker dari masing-masing perlakuan yang diuji…………. 22
4. Respon pertumbuhan saker berdasarkan diameter bongkol……… 24
5. Sebaran bobot saker dari masing-masing perlakuan yang diuji………. 26
6. Respon pertumbuhan saker berdasarkan ukuran panjang stolon………. 28
7. Tipe-tipe kultur dalam kultur jaringan………. 32
8. Hara-hara makro anorganik……….. 35
9. Hara-hara mikro an organic……….. 36
10. Hara-hara organic………. 36
11. Komposisi media dasar Murashige dan skoog (MS)……….. 48
12. Komposisi media dasar Knudson C (KN) untuk tanaman Anggrek………… 49
DAFTAR GAMBAR
No Teks Halaman
1. Penampilan duri yang tumbuh pada sagu Demao…………... 5
2. Penampilan morfologi batang sagu jenis Demao……… 6
3. Penampilan cabang tersier dari bunga sagu jenis Demao……… 7
4. Penampilan ukuran buah dan biji dari sagu jenis Demao……… 10
5. Penampilan buah tanaman sagu dan irisan melintang……… 10
6. Penampilan saker gantung ………. 11
7. Penampilan pertumbuhan jenis sagu Demao pada stadia untuk bibit……… 11
8. Penampilan jenis sagu Demao pada stadia russet……….. 12
9. Penampilan buah dan biji sagu ……….. 18
10. Pengukuran diameter bongkol……….. 24
11. Saker yang mengalami goyangan keras saat pencabutan………... 25
12. Penampilan pertumbuhan saker setelah umur empat bulan………... 25
13. Penampilan pertumbuhan saker setelah berumur 10 bulan……… 25
14. Ukuran panjang stolon……… 26
15. Interaksi anatara auksin dan sitokinin……… 37
16. Penampilan jaringan meristem pucuk sagu dalam kultur jaringan………. 50
1
BAB I. PENDAHULUAN
1.1. Latar Belakang
Tanaman sagu (Metroxylon sagu Rottb.) merupakan tanaman penghasil karbohidrat yang belum dimanfaatkan secara optimal. Karbohidrat yang dihasilkan oleh tanaman sagu dapat dijadikan sebagai: makanan pokok, produksi etanol (Pranamuda et al. 1995), produksi cyclodextrin (Solichien 1995), serta sebagai campuran pulp dan bahan untuk pembuatan kertas (Kasim et al. 1995). Tanaman sagu ditemukan tumbuh di negara-negara Asia Tenggara, Oceania, dan kepulauan Pasifik pada 10o Lintang Selatan dan 10o Lintang Utara (Ishizuka et al. 1996), 90o sampai 180o Bujur Timur, dan altitude sampai 1000 meter diatas permukaan laut (Bintoro 1999). Tegakan sagu alami dan semi budidaya banyak dijumpai di daerah Ambon dan Seram. Schuiling (1995) mengungkapkan pusat keragaman tanaman sagu terdapat di Maluku dan New Guinea. Flach (1997) berpendapat bahwa New Guinea (Papua-Indonesia dan Papua New Guinea) sebagai pusat diversitas M. sagu Rottb. McClatchey et al. (2005) percaya bahwa M. sagu Rottb. Endemic di Papua New Guinea, New Britain, dan pulau-pulau di Maluku.
Berdasarkan data yang ada menunjukkan bahwa sekitar 2.250.000 hektar hutan sagu dan 224.000 hektar kebun sagu terdapat di dunia, diperkirakan seluas 1.250.000 hektar hutan sagu dan 148.000 hektar kebun sagu tersebar di Indonesia dan diperkirakan bahwa di Papua terdapat 1.200.000 hektar hutan sagu dan 14.000 hektar kebun sagu (Flach 1997). Distribusi luas areal tegakan sagu di Indonesia tidak merata.
Potensi tanaman sagu sebagai penghasil pati yaitu dapat mencapai 200 – 220 kg/pohon (Jong 1995). Produksi pati kering dari tanaman sagu di Maluku mencapai 345 kg/pohon (Bintoro 1999). Bila jarak tanam 9 m x 9 m maka terdapat 123 pohon/ha, sehingga bila dibulatkan didapat 42 ton pati sagu per hektar (ha) setelah jangka waktu delapan sampai sepuluh tahun yang selanjutnya akan dihasilkan 42 ton/ha per tahun dengan asumsi hanya satu pohon yang dapat dipanen per rumpun per tahun. Sungguh luar biasa potensi tanaman sagu sebagai penghasil karbohidrat yang tinggi yang selama ini merupakan komoditas yang dikesampingkan atau belum tergarap secara maksimal
2
sagu adalah dikelola dalam bentuk perkebunan. Perbanyakan tanaman sagu (PTS) memegang peranan penting dalam penyediaan bibit yang berkualitas. PTS pada dasarnya terdiri atas tiga metode yang dapat dilakukan yaitu: (1) metode perbanyakan generatif, metode perbanyakan vegetatif, dan (3) metode perbanyakan dengan teknik kultur jaringan.
1.2. Tujuan Instruksional
Setelah mengikuti mata Kuliah ini, mahasiswa dapat menjelaskan dan melakukan perbanyakan tanaman sagu secara generatif dan vegetative
1.3. Sasaran
Buku ini dirancang dan didesain sebagai materi pembelajaran untuk Mahasiswa Diploma dua (D2) Program Studi Budidaya Tanaman Sagu
1.4. Ruang Lingkup
Buku ini menjelaskan deskripsi singkat tanaman sagu forma longistinum dengan nama lokal Demao agar mahasiswa mengenal jenis sagu yang banyak dijumpai pada hutan sagu di Sorong Selatan, syarat tumbuh tanaman sagu perlu diperkenalkan agar tidak salah melangkah dalam memperbanyak tanaman sagu, teknik perbanyakan secara generatif, teknik perbanyakan secara vegetatif, dan teknik perbanyakan melalui kultur jaringan.
1.5. Indiakaor Capaian Pembelajaran Mata Kuliah (CP-MK)
1. Mahasiswa dapat menjelaskan dan melakukan kegiatan perbanyakan tanaman sagu 2. Mahasiswa dapat menjelaskan diskripsi tanaman sagu
3. Mahasiswa dapat menjelaskan syarat tumbuh tanaman sagu
3 Pustaka
Bintoro, M.H.D. 1999. Pemberdayaan tanaman sagu sebagai penghasil bahan pangan alternatif dan bahan baku agroindustri yang potensial dalam rangka ketahanan pangan nasional. Orasi ilmiah guru besar tetap ilmu tanaman perkebunan. Fakultas Pertanian Institut Pertanian Bogor. 70p.
Flach, M. 1997. Sago palm Metroxylon sagu Rottb. Promoting the conservation and use of underutilized and neglected crops. IPGRI. 76p.
Ishizuka, K., S. Hisajima, and D.R.J. Macer. 1996. Traditional technology for environmental conservation and sustainable development in the Asian- Pacific Region. Proceedings of UNESCO. University of Tsukuba, Japan.
Jong, F.S. 1995. Research for the development of sago palm (Metroxylon sagu Rottb.) cultivation in Sarawak, Malaysia. Dept. Agriculture, Kuching, Sarawak, Malaysia. 139p Kasim, J., P.M.D Tahir, H. Shari, and T. William. 1995. Soda anthraquinone pulping of sago
palm (Metroxylon sagu Rotb.) Fronds. ISHS Acta Horticulturae. http:/www.actahort.org/ books/389/389-16.htm.
McClatchey, W., H.I. Manner, and C.R. Elevitch. 2005. Metroxylon amicarum, M. paulcoxii, M. sagu, M. salomonense, M. vitiense, and M. warburgii (sago palm). Species Profiles for Pacific Island Agroforestry. www.traditionaltree. Org. Diakses pada bulan Januari 2006 Pranamuda, H., T. Kamogawa, T. Ozawa, and H. Tanaka. 1995. Ethanol production from raw
sago starch under un sterile condition. http:/www.actahort.org/ books/ 389/389-15.htm. Schuiling, D.L. 1995. The variability of the sago palm and the need and possibilities for its
conservation. ISHS Acta Horticulturae http://www. actahort.org/books/389.
4
BAB II. DESKRIPSI JENIS SAGU DI INANWATAN
Sebelum melakukan perbanyakan tanaman sagu, sebaiknya memahami karakter jenis-jenis sagu yang ada disekitar kita. Sorong Selatan dikenal memiliki luas areal hutan sagu dan sagu semi budidaya yang luas, sehingga perlu kita mengenal deskripsinya sebelum menentukan metode perbanyakan yang sesuai. Pemilihan metode perbanyakan tanaman sangat ditentukan oleh karakter morfologi dan jenis tanamannya.
2.1. Jenis-Jenis Sagu
Jenis-jenis sagu yang dijumpai di Distrik Inanwatan (Saga, Puragi, dan Puragi Besar) Papua Barat yaitu: (1) Sagu Demao (Sagu Berduri), (2) sagu Raja, dan (3) sagu Molat. Sagu jenis Demao populasinya paling banyak dan mendominasi semua areal observasi. Jenis sagu Raja hanya ditemukan di satu titik observasi saja yaitu dititik 2 dan hanya dijumpai satu rumpun saja pada semua plot pengamatan yang dilakukan. Sagu jenis Molat tidak dijumpai pada semua titik observasi dan semua plot pengamatan, tetapi dijumpai pada pinggir-pinggir sungai dekat pemukiman penduduk. Sagu Raja dan Molat tidak dideskripsikan pada Laporan ini karena dianggap jenis sagu introduksi dan sengaja ditanam oleh masyarakat.
2.2. Karakter Morfologi Sagu Demao
2.2.1. Ciri Pendurian
5
menyerupai atau memiliki kemiripan dengan Metroxylon sagu forma longispinumberdasarkan klasifikasi Rauwerdink (1986) di banding dengan M. sagu forma micracanthum dan M. sagu
forma tuberatum. Jenis sagu Demao yang dijumpai di Distrik Inanwatan serupa dengan jenis
sagu dengan nama “Muguci dan Demago” di distrik Kais dan “Bibewo dan Edidao” di Distrik
Wadoy dan Sibay yang termasuk Metroxylon sagu forma longispinum (Renwarin et al. 1998).
Gambar 1. Penampilan duri yang tumbuh pada jenis sagu Demao pada stadia ruset. Terdapat banyak duri yang tumbuh pada bagian pelepah daun.
2.2.2. Akar
Sagu jenis Demao memiliki sistem perakaran yaitu akar serabut yang terbagi atas dua bagian yaitu akar primer (akar utama) dan akar sekunder (cabang akar dari akar primer. Akar primer dan akar sekunder masing-masing memiliki tudung akar. Akar primer lebih besar dibanding dengan akar sekunder. Akar primer tumbuh vertikal ke bawah dan akar sekunder tumbuh secara horizontal. Habitat sagu yang sering tergenang terbentuk banyak akar udara. Akar udara muncul di permukaan tanah saat genangan air dipermukaan tanah tidak ada lagi. Akar udara muncul dipermukaan tanah dengn ketinggian antara 2 - 5 cm. Akar udara terbentuk dari akar sekunder.
2.2.3. Batang
6
batangnya secara merata. Pangkal batang antara 1.5 – 2.5 meter diatas permukaan tanah memiliki kandungan pati yang sangat sedikit sehingga masyarakat tidak pernah menokok atau mengekstrak bagian tersebut. Pangkal batang sagu di samping memiliki pati yang sangat sedikit, juga memiliki serat yang sangat keras sehingga menyulitkan untuk dilakukan ekstraksi. Batang bagian tengah (>2.5 meter dari permukaan tanah) sampai ujung batang (pelepah bagian bawah) memiliki kandungan pati yang banyak. Bagian tersebut yang banyak diekstrak oleh masyarakat karena di samping memiliki kandungan pati yang banyak juga empulurnya empuk sehingga mudah untuk di tokok atau diekstrak.
Gambar 2. Penampilan morfologi batang sagu jenis Demao
2.2.4. Daun
7
Tabel 1. Deskripsi daun sagu jenis Demao pada stadia inflorecentia (muncul rangkaian bunga) No Panjang Pelepah (ental) tersier. Cabang primer terdiri atas 6 poros dengan panjang antara 190 – 220 cm. Tiap cabang primer terdapat 12 cabang sekunder dengan panjang antara 110 sampai 130 cm. Tiap cabang sekunder terdapat 7 – 10 cabang tersier dengan panjang antara 15 – 25 cm. Cabang tersier merupakan tempat melekatnya bunga jantan dan betina (Gambar 3).
8 2.2.6. Buah
Sagu Demao berbunga hanya satu kali dalam satu siklus hidup dan kadang ada yang tidak mengeluarkan bunga dan buah kemudian mati. Tumbuhan yang hanya berbunga dan berbuah satu kali dalam satu siklus hidupnya disebut sebagai tanaman Hapaxantik (Flach 1995). Sagu
Demao yang tidak mengeluarkan bunga dan buah diakhir hidupnya disebut ”Topii” oleh
masyarakat di Kampung Puragi distrik Inanwatan. Topii ditandai dengan munculnya daun dengan ukuran pelepah paling pendek atau daun yang paling terakhir tanpa diikuti oleh pembentukan bunga. Deskripsi buah sagu jenis Demao disajikan pada Tabel 2.
Tabel 2. Deskripsi buah sagu jenis Demao
9
4 7.5 18 98 10.0 T.Berbiji T.Berbiji
5 7.1 18 88 10.0 T.Berbiji T.Berbiji
6 5.5 18 98 9.0 T.Berbiji T.Berbiji
7 6.7 18 98 8.0 T.Berbiji T.Berbiji
8 6.7 18 88 7.0 T.Berbiji T.Berbiji
9 9.2 18 88 10.0 T.Berbiji T.Berbiji
10 6.2 18 88 8.0 T.Berbiji T.Berbiji
Rata2 6.8 18 90.8 8.8 - -
Keterangan: Berat buah (B.Buah), Jumlah baris sisik (JB.Sisik), jumlah sisik (J. Sisik), volume buah (V. Buah), berat biji (B. Biji), volume biji (V. Biji), dan tidak berbiji (T. Biji).
Koleksi buah yang berasal dari lokasi lima dan delapan tidak ada yang dijumpai membentuk biji. Buah yang dikoleksi dari kedua lokasi tersebut tidak hanya berjumlah 10 buah saja seperti yang tertulis pada Tabel 2, tetapi koleksi buah di masing-masing lokasi lebih dari 100 buah. Semuah buah yang dikoleksi dari lokasi lima dan delapan tidak ada yang membentuk biji. Bunga jantan dan bunga betina pada tanaman sagu masak tidak bersamaan, sehingga buah sagu yang fertil umumnya terbentuk akibat terjadinya penyerbukan silang. Bila disekitar pohon sagu yang sedang berbunga tidak ada pohon atau rumpun sagu lain yang juga berbunga, maka buah yang terbentuk kecil kemungkinannya ada yang fertil (membentuk biji dan embryo) karena tidak dibuahi. Bunga betina yang tidak dibuahi kemudian bakal buah berkembang membentuk buah yang sempurna disebut buah partenocarpi. Buah partenocarpi yaitu buah berkembang sempurna dan bertahan hingga matang dipohon, tetapi tidak memilki biji dan embryo. Kejadian seperti itulah yang terjadi pada lokasi lima dan delapan tempat buah-buah sagu dikoleksi.
10
Gambar 4. Penampilan ukuran buah dan biji dari sagu jenis Demao
Gambar 5. Penampilan buah tanaman sagu yang telah matang (A), Irisan vertical buah tanaman sagu (5B).
2.2.7. Saker (anakan)
Sagu jenis Demao memiliki dua jenis saker berdasarkan posisi tempat tumbuhnya yaitu saker yang terbentuk dari rhizome disebut saker tancap (ground sucker) dan saker yang terbentuk dari batang sagu disebut saker gantung (stem sucker). Saker tancap merupakan saker-saker yang mengelilingi pohon induk dan merupakan komponen pembentuk rumpun sagu. Saker gantung pada sagu jenis Demao jarang sekali ditemukan, dari tujuh lokasi yang disurevei hanya ditemukan dua pohon sagu yang memiliki saker gantung yaitu di lokasi 8. Penampilan saker gantung disajikan pada Gambar 6.
Buah
Biji
Foto: Barahima
1 cm
Photo: Jong 1995
Proximal end Operculum Embryo
Exocarp
Mesocarp }Husk Edosperm Sarcotesta Testa
Chalazal Cavity
Stigmatic remain
11
Gambar 6. Penampilan saker gantung yang terbentuk pada sagu jenis Demao (panah)
2.3. Karakter Pertumbuhan
2.3.1. Seedling
Stadia seedling yaitu stadia pertumbuhan awal sagu yang baru berkecambah dengan jumlah daun (petiola) antara 1 – 7 lembar kalau tumbuh dari biji. Bila tumbuh dari saker yaitu saker memiliki jumlah daun antara 1 – 7 lembar juga (anakan kecil). Stadia ini baik untuk
dijadikan bibit untuk kegiatan penanaman ulang atau ”replanting” (Gambar 7).
Gambar 7. Penampilan pertumbuhan jenis sagu Demao pada stadia yang bagus untuk dijadikan bibit.
2.3.2. Stadia Ruset
Stadia ruset atau Kanoo (bahasa Puragi) yaitu pertumbuhan daun sagu yang menumpuk pada bagian dasar atau basal rhizome. Pada stadia ini sagu tumbuh dan memperbesar rhizome (Gambar 8). Stadia ruset diperlukan waktu antara 3 – 6 tahun (Jong 1995) menghasilkan rata-rata dua pelepag daun per bulan (Flach 1997).
12
Gambar 8. Penampilan jenis sagu Demao pada stadia ruset
2.3.3. Stadia Pohon (Trunk)
Stadia trunk atau Fotaano (bahasa Puragi) yaitu fase pertumbuhan memanjang dan membesar dari batang yang akan digunakan untuk tempat menyimpan pati. Pertumbuhan batang memerlukan waktu antara 4 – 14 tahun dan rata-rata menghasilkan satu pelepah daun per bulan (Flach 1997). Tanaman dewasa memiliki panjang batang antara 7 – 15 meter dengan berat kira-kira satu ton (Jong 1995). Jenis Sagu Demao yang dijumpai di Distrik Inanwatan, Puragi dan Saga memiliki panjang batang antara 10 – 15 meter dan diameter antara 30 – 65 cm. Penampilan stadia pohon disajikan pada Gambar 2.
2.3.4. Stadia Masak Tebang (Panen)
Stadia masak tebang terjadi setelah pertumbuhan tinggi dan besar batang mencapai maksimum dan memiliki kandungan pati paling tinggi. Masak tebang dicirikan dengan: (1) pelepah yang mengitari pohon paling bawah membentuk sudut lebih besar dari 45 derajat, (2) Ukuran pelepah daun (panjang dan jumlah anak daun) dari posisi paling bawah sampai posising paling akhir semakin mengecil. Masayarakat Puragi menyebut dengan istilah Topii karena pohon sagu seperti ini tidak akan mengeluarkan bunga hingga mati kalau tidak ditebang, (3) rangkaian bunga sudah terbentuk, tetapi belum membentuk buah. Indikator yang ketiga ini yang memiliki kandungan pati paling tinggi.
2.3.5. Stadia infloresensia dan pembuahan
13
ada lagi daun yang dibentuk. Waktu yang diperlukan dari masa inflorecentia sampai membentuk buah yaitu selama 12 bulan dan waktu yang diperlukan mulai dari pembentukan buah sampai buah matang yaitu selama 24 bulan (Flach 1997)
Pustaka
Flach, M. 1997. Sago palm Metroxylon sagu Rottb. Promoting the conservation and use of underutilized and neglected crops. IPGRI. 76p.
Jong, F.S. 1995. Research for the development of sago palm (Metroxylon sagu Rottb.) cultivation in Sarawak, Malaysia. Dept. Agriculture, Kuching, Sarawak, Malaysia. 139p Rauwerdink JB. 1986. An essay on Metroxylon, the sago palm. Principes, the J. Palm Society
30 (4):165-180.
14
BAB III. SYARAT TUMBUH
Syarat tumbuh tanaman sagu merupakan hal yang sangat penting diketahui sebelum melakukan perbanyakan tanaman sagu. Perbanyakan tanaman sagu dapat diimplementasikan dan menghasilkan pertumbuhan bibit yang baik, jika syarat tumbuh terpenuhi.
1.1. Iklim
a. Jumlah curah hujan yang optimal bagi pertumbuhan sagu antara 2000-5000 mm/tahun, yang tersebar merata sepanjang tahun (McClatchey et al. 2005).
b. Sagu dapat tumbuh baik di daerah 10o LS – 10o LU (Flach 1983)
c. Sagu dapat ditanam di daerah dengan kelembaban nisbi udara minimal 70% (McClatchey et al. 2005). Kelembaban yang optimal untuk pertumbuhan sagu adalah 80%.
d. Suhu yang optimal bagi pertumbuhan sagu adalah rata-rata 24-30 oC. e. Penyinaran matahari sebaiknya melebihi 800 k/cm2 per hari (Flach 1997)
2.2. Tanah
a) Sagu tumbuh di daerah rawa yang berair tawar atau daerah rawa yang bergambut dan di daerah sepanjang aliran sungai, sekitar sumber air, atau di hutan rawa yang kadar garamnya tidak terlalu tinggi. Tanah mineral di rawa-rawa air tawar dengan kandungan tanah liat > 70% dan bahan organik 30%.
b) Pertumbuhan sagu yang baik adalah pada tanah liat kuning coklat atau hitam dengan kadar bahan organis tinggi. Sagu dapat tumbuh pada tanah vulkanik, latosol, andosol, podsolik merah kuning, alluvial, hidromorfik kelabu dan tipe-tipe tanah lainnya.
c) Sagu mampu tumbuh pada lahan yang memiliki keasaman tinggi. Pertumbuhan yang baik terjadi pada tanah yang kadar bahan organisnya tinggi dan bereaksi sedikit asam pH 4.0-7.4 (McClatchey et al. 2005)
15 2.3. Ketinggian Tempat
Sagu dapat tumbuh di daerah dataran rendah sampai dengan ketinggian 700 m dpl. Ketinggian tempat yang optimal adalah 400 m dpl. Tanaman sagu dapat tumbuh pada ketinggian 1000 m dpl, tetapi kemampuan memproduksi pati sangan minim akibat intensitas sinar matahari yang sehingga proses fotosintesis tidak berlangsung sebagaimana mestinya.
2.4. Kondisi Hutan Sagu (Maturbongs et al. 2008)
Lingkungan hutan sagu sagu alam di distrik Kais, Inan watan dan Kokoda Kabupaten Sorong Selatan menunjukkan bahwa tipe iklim menurut klasifikasi Schmidt dan Ferguson adalah tergolong tipe curah hujan sangat basah. Menurut klasifikasi Koppen termasuk klasifikasi tropika Basah. Suhu udara rata-rata adalah 27.6 oC dengan kisaran antara 27 – 28 oC. Curah hujan rata-rata 2.748 mm/tahun. Kelembaban udara berkisar antara 81.6 – 85.3% dengan rata-rata 83.5%. Rata-rata-rata lamanya penyinaran matahari adalah 62% (7.4 jam per hari) tertinggi terjadi pada bulan Mei yaitu 69% (8.2 jam per hari) dan terendah pada bulan Desember adalah 57.4% (6.7 jam per hari).
Pustaka
Flach M. 1983. The Sago Palm. Domestication, exploitation, and product. FAO Plant Production and Protection. Rome. 85p.
Flach M. 1997. Sago palm Metroxylon sagu Rottb. Promoting the conservation and use of underutilized and neglected crops. IPGRI. 76p.
Maturbong, L., B. Santoso, F. Luhulima, H. Matanubun. 2008. Studi kelayakan pengembangan perkebunan sagu dan industry sagu di Distrik Kais, Inanwatan, dan Kokoda Kabupaten Sorong Selatan. Pusat Penelitian Ubi-ubian dan Sagu Universitas Papua
McClatchey W, Manner HI, and Elevitch CR. 2005. Metroxylon amicarum, M. paulcoxii, M. sagu, M. salomonense, M. vitiense, and M. warburgii (sago palm). Species Profiles for Pacific Island Agroforestry. www.traditionaltree. Org.
16
BAB IV. TEKNIK PERBANYAKAN SAGU SECARA GENERATIF
Perbanyakan tanaman sagu secara generatif yaitu perbanyakan yang dilakukan dengan menggunakan biji. Tanaman sagu menghasilkan sekitar 850.000 buah meskipun tidak semuanya membentuk biji. Hanya buah yang fertil dapat membentuk biji yang dapat dikecambahkan untuk menghasilkan bibit. Tanaman sagu hanya berbuah satu kali dalam satu siklus hidup sehingga disebut sebagai tanaman hapaxanthic (Flach, 1997). Buah sagu ditutupi oleh kulit luar yang bersisik disebut exocarp, bagian dalam berbentuk menyerupai spon disebut mesocarp. Bagian dalam dari mesocarp disebut endocarp. Biji ditutupi oleh lapisan yang disebut sarcotesta, posisi embryo berada pada bagian dasar yang melekat pada bagian endosperm (Jong, 1995). Struktur potongan melintang buah sagu disajikan pada Gambar 5.
4.1 Kriteria buah dan biji untuk bibit:
a. Buah telah masak fisiologis artinya telah mencapai ukuran maksimum dan secar fisiologi telah matang, sehingga dapat tumbuh dan berkembang jika dikecambahkan
b. Bukan buah partenocarpi artinya buah yang terbentuk dari hasil penyerbukan dan pembuahan. Buah partenocarpi adalah buah yang terbentuk tanpa diawali dengan proses penyerbukan dan pembuahan. Proses pembentukan buah partenocarpi karena adanya induksi dari sel-sel ovari yang mengeluarkan zat pengatur tumbuh sehingga terbentuk buah. Buah partenocarpi, jika dikecambahkan tidak akan berkecambah.
c. Bentuk biji normal artinya bentuknya sempurna, tidak ada bekas serangan hama atau penyakit d. Biji tidak terserang hama dan penyakit artinya biji sehat dan tidak dijumpai gejala serangan
penyakit
e. Titik tumbuh biji tidak mengalami kerusakan artinya embryo yang terdapat didalam biji tidak mengalami kerusakan
4.2. Teknik Mengecambahan
Pengecambahan buah yang akan dijadikan bibit dapat dilakukan dengan:
17
bawa kotak plastik telah terisi biji (lapisan pertama), permukaan bagian atas biji diberi tissue dan dibasahi kemudian diletakkan biji lagi di atasnya sampai penuh (lapisan 2), begitu pula untuk lapisan 3, 4, 5 dan seterusnya sampai penuh kotak plastik dengan biji. Kotak plastic yang telah penuh dengan biji ditutup kemudian disimpan pada tempat yang tidak kena cahaya matahari langsung. Penyiraman perlu dilakukan sekali dalam seminggu dengan volume air yang secukupnya dan tidak sampai air tergenang atau secukupnya membasahi tissue yang ada di antara lapisan biji.
b. Tidak mengupas kulit buah dan dan daging buah
Buah dikecambahkan secara utuh tanpa mengupas kulit buah dan daging. Buah yang masih kelihatan segar (baru dipetik) dikeringkan dulu selama beberapa hari. Setelah kering buah direndam pada air mengalir dengan menggunakan wadah yang mudah ditembus air. Perendaman dilakukan selama tiga hari (72 jam) kemudian dibungkus dengan plastic yang kedap air dan disimpan pada tempat yang tidak kena sinar matahari langsung. Umumnya pengecambahan buah dan biji inhibitor terhadap sinar matahari langsung.
4.3. Kelebihan Perbanyakan Generatif
1. Relatif mudah memperoleh bibit dalam jumlah banyak, tetapi pohon sagu harus dipersiapkan jauh sebelum memasuki fase pembungaan dan pembuahan supaya tidak ditebang untuk diambil patinya.
2. Memungkinkan terjadi perbaikan sifat tanaman karena terjadi variasi genetik akibat dari hasil persilangan saat terjadi penyerbukan dan pembuahan.
3. Penyiapan bahan tanaman relatif muda dilakukan karena pada saat buah telah memasuki masak fisiologis, buah bisa langsung dipetik kemudian dikeringkan dan dikecambahkan 4. Pertumbuhan bibit seragam dari segi besarnya tanaman, tetapi berfariasi dari karakter
genetik bibit. Penampilan buah dan biji sagu disajikan pada Gambar 9.
4.4. Kekurangan Perbanyakan Generatif
18
2. Perlu waktu pembibitan yang lebih lama yaitu mulai dari pengecambahan biji, kemudian kecambah ditumbuhkan dipre-nursery, selanjutnya dari prenursery kemudian dipindahkan ke main-nursery
3. Memiliki sifat yang bervariasi yaitu sifat yang muncul memungkinkan lebih baik dari tetuanya dan memungkinkan lebih jelek dari tetuanya.
Gambar 9. Penampilan buah dan biji sagu. Buah sagu yang masih disertai dengan kulit luar (A) dan biji sagu yang sudah mulai berkecambah (B)
4.5. Kemampuan Biji Berkejambah pada Berbagai Tingkat Kematangan (Jong, 1995)
Kemampuan pengecambahan biji sagu dilaporkan sangat rendah, biji yang viabel tidak mudah didapatkan dan bibit dari biji yang baik bercampur. Kemampuan pengecambahan dapat ditingkatkan dengan cara mengupas kulit luar dan direndam pada air. Penelitian lain mengungkapkan bahwa tingkat kematangan buah yang akan dijadikan bibit yang sangat berpengaruh pada pengecambahan biji sagu. Buah sagu yang dipanen pada berbagai tingkat kematangan dikategorikan sebagai berikut: (1) fase kematangan tipe 1 yaitu biji dengan endosperm semi keras dan dengan testa yang tidak dapat dibedakan, (2) fase kematangan tipe 2 yaitu biji dengan endosperm solid dan dengan testa putih dan tipis, (3) fase kematangan tipe 3 yaitu biji dengan endosperm yang keras dan dengan testa telah berwarna cokelat sebagian, (4) fase kematangan tipe 4 yaitu biji dengan endosperm keras dan dengan testa yang semuanya berwarna cokelat, dan (5) fase kematangan tipe 5 yaitu biji dengan bony endosperm dan dengan testa tebal dan berwarna cokelat gelap (Jong, 1995).
19
Metode penilaian kemampuan perkecambahan biji dari berbagai fase kematangan yaitu tiap fase kematangan menggunakan 20 biji yang diulang sebanyak empat kali. Biji dibenamkan kedalam pesemaian sedalam 2 cm di dalam bak pengecambahan yang berukuran lebar 30 cm, panjang 50 cm dan tinggi 25 cm. Biji diletakkan di dalam bak pengecambahan secara teratur dengan embryo berada pada posisi bagian atas dekat permukaan media. Bak pengecambahan diletakkan pada rungan dengan suhu 25 – 35oC dan dilakukan penyiraman setiap hari. Pengamatan biji yang berkecambah dilakukan mulai pada minggu dan selanjutnya dilakukan pengamatan setiap minggu sampai minggu ke 15.
Hasil pengamatan biji yang berkecambah pada berbagai fase kematangan buah yaitu biji dengan tingkat kematangan masih muda (fase 1 dan 2) sangat sulit berkecambah. Kecepatan perkecambahan meningkat dengan meningkatnya tingkat kematangan buah yang digunakan sebagai bibit. Tingkat kematangan buah fase 3, 4, dan 5 mengalami pengecambahan sebesar 19, 35, dan 40% secara berurutan sampai pada minggu ke 15 setelah dilakukan pengecambahan.
4.6. Kemampuan Pengecambahan dengan membuka kulit luar (husk) (Jong, 1995)
Biji sagu dengan tingkat kematangan fase 4 dan 5 yang digunakan sebagai bibit. Perlakuan yang digunakan yaitu: (1) Kulit luar dihilangkan, tetapi daging buah tidak dihilangkan (de-husk), (2) Kulit buah dan bagian daging buah dihilangkan (de-fleshed), (3) kulit buah dan daging buah tidak dihilangkan (undisturb). Tiap perlakuan menggunakan 40 buah, kemudian dikecambahkan pada media pasir yang basah di dalam bak pengecambahan yang berukuran lebar 30 cm, panjang 50 cm dan tinggi 25 cm.
20
4.7. Kemampuan Pengecambahan dengan Perlakuan Fisik dan Kimia (Jong, 1995)
Buah sagu de-husk dan de-fleshed yang digunakan pada perlakuan fisik dan kimia. Perlakuan terdiri atas: (1) menghilangkan operculum (fiber-flug) dengan menggunakan jarum, (2) merendam pada air panas. Biji dimasukkan ke dalam kantong plasti kemudian direndam ke dalam water bath pada suhu 40 oC selama 48 jam, (3) perlakuan digin yaitu benih diletakkan pada kantong plastic kemudian disimpan pada kulkas pada suhu 2- 4 oC selama 48 jam sebelum dikecambahkan, (4) pemberian H2SO4 yaitu biji dimadsukkan ke dalam kantong plastik kemudian disiram dengan H2SO4 selama tiga menit kemudian benih dicuci sebelum dikecambahkan, (5) Perendaman dengan Zat Pengatur Tumbuh (ZPT) yaitu giberelin (GA) 10-3 M dan Indole Acetic Acid (IAA) 10-4 M selama 48 jam sebelum dikecambahkan, (6) Kontrol (tidak ada perlakuan). Tiap perlakuan menggunakan 20 benih sagu dan diulang sebanyak empat kali.
Hasil pengamatan menunjukkan bahwa menghilangkan operculum dan pemberian GA meningkat kecepatan dan jumlah benih yang berkecambah. Pemberian H2SO4 merupakan hal yang fatal terhadap perkecambahan benih sebaliknya perlakuan dingin mengurangi kecepatan perkecambahan dan menurunkan jumlah biji yang berkecambah. Perlakuan IAA mendorong dan mengakselerasi perkecambahan biji dibandingkan dengan control. Perlakuan air panas mengurangi kecepatan perkecambahan dan jumlah biji yang berkecambah.
21
Pengecambahan biji sangat ditentukan oleh level kelembaban yaitu pada plybag yang tidak dilobangi sampai pada polybabag yang dilubangi 20. Perkecambahan biji menurun dengan tajam pada kelembaban yang rendah yaitu pada polybag dengan lubang yang banyak. Tidak biji yang berkecambah pada perlakuan biji yang diletakkan pad rak pengecambahan terbuka dan terekspos dengan udara. Permukaan biji yang direndan sebagian pada air hanya 1.7% yang berkecambah.
Pustaka
Flach, M. 1997. Sago palm Metroxylon sagu Rottb. Promoting the conservation and use of underutilized and neglected crops. IPGRI. 76p.
22
BAB V. TEKNIK PERBANYAKAN TANAMAN SAGU SECARA
VEGETATIF
5.1. Variasi Ukuran Diameter Saker (Abbas et al, 2013)
Pengujian variasi ukuran saker terhadap pertumbuhan dan perbanyakan tanaman sagu secara vegetatif dilakukan dengan eksperimen. Rancangan yang digunakan untuk menguji pertumbuhan variasi pertumbuhan saker adalah rancangan acak kelompok yang terdiri atas lima perlakuan yaitu saker dengan ukuran diameter bongkol antara 17.2 – 27.5 mm (D1), saker dengan ukuran diameter bongkol antara 37.4 – 49.1 mm (D2), saker ukuran diameter bongkol antara 52.2 - 70.0 mm (D3), saker ukuran diameter bongkol antara 75.4 – 90.0 mm (D4), dan saker ukuran diameter bongkol antara 91.7 – 117.9 mm (D5). Masing-masing perlakuan diulang sebanyak lima kali, sehingga seluruhnya terdapat 25 satuan percobaan. Tanaman sagu yang digunakan sebagai tetua induk saker adalah kultivar Yebha. Ukuran tinggi saker dari bongkol ke bagian ujung tunas ditentukan sepanjang 30 cm. Polybag yang telah ditanami dengan saker sesuai dengan perlakuan ditempatkan secara acak di pembibitan yang telah diberi pelindung dengan menggunakan paranet. Penyiraman dilakukan tiap hari selama empat bulan. Sebaran diameter saker dari masing-masing perlakuan yang dicobakan disajikan pada Tabel 3. Pengukuran diameter saker dalam penentuan perlakuan disajikan pada Gambar 10.
Tabel 3. Sebaran diameter saker dari masing-masing perlakuan yang diuji No Perlakuan
UDS (mm)
Ulangan
1 2 3 4 5 Rata-rata
1 D1 24.7 17.2 19.0 27.5 26.1 22.9
2 D2 39.5 49.1 47.4 39.7 37.4 42.6
3 D3 52.2 70.0 55.0 56.6 69.3 60.6
4 D4 79.3 85.3 75.4 90.0 78.9 81.8
5 D5 117.9 87.4 103.8 102.2 91.7 100.6
23
besar (Syafaah et al., 2011). Irawan et al. (2011) melaporkan bahwa saker yang berukuran besar dengan bobot lebih dari 3 kg memiliki daya tumbuh yang tinggi yaitu mencapai 85% di pembibitan. Melihat kondisi daya tumbuh saker yang rendah pada percobaan pertama, maka eksperimen UDS diulang yang ke dua kalinya. Pengulangan eksperimen yang ke dua kali juga menunjukkan persentase pertumbuhan saker yang rendah yaitu menyerupai hasil eksperimen pertama.
Hasil pengulangan eksperimen yang ke dua kalinya melahirkan dugaan bahwa penyebab daya tumbuh saker yang rendah di pembibitan adalah (1) goyangan fisik yang keras pada saat pencabutan saker dari rumpun induknya dan (2) pelukaan pada bagian bongkol saker akibat terkena linggis pada saat penggalian. Akibat goyangan fisik yang keras pada saat pencabutan yaitu dengan menekuk saker dan kemudian ditarik dengan kuat ternyata menyebabkan titik tumbuh saker patah. Saker yang mengalami goyangan keras pada saat pencabutan diketahui patah pada bagian titik tumbuhnya setelah saker-saker itu dikupas mendekati titik tumbuh (Gambar 11). Umumnya saker yang berukuran kecil patah dengan persentase relatif tinggi, tetapi saker yang berukuran besar mengalami patah pada titik tumbuhnya dengan persentase relatif lebih kecil karena terlindungi oleh pelepah yang kokoh. Di duga kemungkinan faktor tersebut yang menyebabkan penelitian sebelumnya selalu saker yang berukuran besar memiliki daya tumbuh yang tinggi. Berbagai penelitian yang telah dilakukan sebelumnya merekomendasikan bahwa saker yang baik digunakan untuk bibit adalah saker yang berukuran besar yaitu telah berumur satu tahun dengan bobot 2 kg dan panjang daun 3 meter (Schuling dan Flach (1985). Hal yang sama juga diungkapkan oleh Jong (1995) bahwa saker yang baik untuk bibit adalah saker yang memiliki bobot 2 kg. Di samping itu, Jong (1995) mengungkapkan pengalaman masyarakat di Sarawak bahwa mengangkat saker dengan menggunakan daun tombak dapat menyebabkan titik tumbuh patah pada bagian dasarnya yang menyebabkan tidak dapat tumbuh.
24
saker di pembibitan adalah faktor pengambilan saker dari rumpun induknya untuk dijadikan bibit. Menekuk dan menarik dengan keras serta adanya pelukaan pada bagian bongkol merupakan faktor yang berkontribusi besar terhadap rendahnya daya tumbuh saker di pembibitan. Jong (1995) melaporkan bahwa menghendel saker dengan daun tombak dapat menyebabkan titik tumbuh saker patah pada bagian dasarnya. Hal itulah diduga yang mendasari penelitian sebelumnya selalu menunjukkan saker yang berukuran besar yang memiliki daya tumbuh yang tinggi. Melalui eksperimen ini terungkap bahwa saker dengan ukuran kecil juga dapat memiliki daya tumbuh yang tinggi, bila faktor pengambilan saker dari rumpun induknya dilakukan dengan baik. Secara keseluruhan hasil eksperimen UDS yang telah dilakukan disajikan pada Tabel 4. Contoh penampilan pertumbuhan saker di pembibitan setelah berumur empat bulan disajikan pada Gambar 12. Penampilan pertumbuhan bibit setelah berumur 10 bulan disajikan pada Gambar 13
Tabel 4. Respon pertumbuhan saker berdasarkan ukuran diameter bongkol dengan pengulangan tiga kali pengujian perlakuan yang sama
No Perlakuan UDS (mm)
Respon Pertumbuhan
Pengujian I Pengujian II Pengujian III
% TB WT (hari) % TB WT (hari) % TB WT (hari)
1 D1 0 35 0 33 60 33
2 D2 20 29 20 34 80 34
3 D3 20 25 20 33 80 33
4 D4 40 32 40 35 100 34
5 D5 40 34 40 33 100 33
Keterangan: Persentase tumbuh (%TB) dan waktu muncul daun tombak (WT)
25
A B
Gambar 11. Saker yang mengalami goyagan keras saat pencabutan. Saker dalam keadaan utuh (A) dan saker setelah dikupas (B)
Gambar 12. Penampilan pertumbuhan saker setelah berumur empat bulan. Pertumbuhan saker ukuran diameter kecil, perlakuan D1 (A) dan pertumbuhan saker ukuran diameter besar, perlakuan D5 (B)
26
S0 S1 S2 S3 S4
5. 2. Variasi Ukuran Panjang Stolon (Abbas et al., 2013)
Rancangan yang digunakan pada eksperimen ini adalah rancangan acak kelompok yang terdiri atas lima perlakuan yaitu saker dengan tanpa stolon (S0), saker dengan ukuran stolon 2.5 cm (S1), saker dengan ukuran stolon 5.0 cm (S2), saker dengan ukuran stolon 7.5 cm (S3), dan saker dengan ukuran 10.0 cm (S4). Masing-masing perlakuan diulang sebanyak tiga kali, sehingga seluruhnya terdapat 15 satuan percobaan. Tanaman sagu yang digunakan sebagai tetua induk saker adalah kultivar Yebha. Ukuran tinggi saker dari bongkol ke bagian ujung tunas ditentukan sepanjang 30 cm. Polybag yang telah ditanami dengan saker sesuai dengan perlakuan ditempatkan secara acak di pembibitan yang telah diberi pelindung dengan menggunakan paranet. Sebaran diameter dan bobot saker dari masing-masing perlakuan yang dicobakan disajikan pada Tabel 5. Penyiraman dilakukan tiap hari selama empat bulan. Penampilan saker yang digunakan sebagai perlakuan di pembibitan disajikan pada Gambar 14.
Tabel 5. Sebaran bobot saker dari masing-masing perlakuan yang diuji No Perlakuan
UPS (cm)
Ulangan
Diameter Bongkol (mm) Bobot (gram)
1 2 3 Rata-rata 1 2 3 Rata-rata
1 S0 (0.0 cm) 33.2 49.6 58.6 47.1 50 150 250 150 2 S1 (2.5 cm) 33.2 29.9 54.2 39.1 50 150 250 150 3 S2 (5.0 cm) 29.9 28.9 56.5 38.4 50 100 300 150 4 S3 (7.5 cm) 19.1 29.9 56.6 35.2 20 140 300 153 5 S4 (10.0 cm) 20.7 36.3 63.5 40.2 450 540 830 606
Gambar 14. Ukuran panjang stolon yang menyertai saker yang digunakan sebagai perlakuan. Saker tanpa stolon (S0), saker dengan panjang stolon 2.5 cm (S1), saker dengan panjang
27
Hasil pengamatan menunjukkan bahwa pertumbuhan saker berdasarkan UPS yang menyertai saker persentasenya tinggi pada saker yang memiliki stolon. Saker yang memiliki stolon antara 2.5 cm (perlakuan S1) sampai 10 cm (perlakuan S4) memiliki daya tumbuh 100% di pembibitan yang diberi naungan paranet, sebaliknya saker yang tidak memiliki stolon (S0) tidak ada yang berhasil tumbuh membentuk daun dan akar. Penelitian yang serupa menunjukkan bahwa panjang stolon 10 cm memiliki daya tumbuh 80% dan panjang stolon 30 cm memiliki daya tumbuh 93.3% (Jong, 1995). Stolon yang menyertai saker merupakan salah satu faktor penyebab daya tumbuh saker meningkat. Kemungkinan cadangan energi untuk pertumbuhan saker tersimpan pada organ stolon, sehingga saker dapat tumbuh dengan baik apabila disertai dengan stolon. Jong (1995) mempublikasikan bahwa saker yang disertai dengan stolon yang panjang (30 cm) memiliki daya tumbuh yang tinggi karena memiliki persediaan cadangan makanan yang banyak.
28
Tabel 6. Respon pertumbuhan saker berdasarkan ukuran panjang stolon yang menyertainya setelah berumur tiga bulan di pembibitan
Keterangan: Persentase tumbuh (%TB) dan waktu terbentuk daun tombak (WT)
5.3. Daya Tumbuh Saker Terhadap Waktu Penyimpanan dan pemberian naungan (Jong, 1995)
Sistem pembibitan yang digunakan adalah ditanam langsung pada areal pembibitan yang kondisi kandungan air sejajar dengan permukaan tanah (tanpa menggunakan polybag) pada lahan gambut. Semua pelepah daun dipangkas sampai hanya tinggal 30 cm. Tiap perlakuan menggunakan 10 saker dan diulang sebanyak tiga kali. Perlakuan terdiri atas: (1) saker ditanam langsung di pembibitan, (2) saker disimpan selama 3 hari, (3) saker disimpan selama 7 hari, (4) saker disimpan selama 14 hari, (5) saker disimpan selama 21 hari, (6) saker disimpan selama 28 hari baru ditanam di pembibitan. Factor ke dua yaitu saker dinaungi dan tidak dinaungi selama masa penyimpanan.
Hasil pengamatan menunjukkan bahwa saker yang di naungi dan langsung ditanam di pembibitan memiliki daya tumbuh yang tinggi yaitu antara 83-93% dan tidak berbeda nyata dengan yang disimpang sampai 14 hari, tetapi berbeda sangat nyata dengan setelah penyimpanan 21 dan 28 hari, jumlah saker yang tumbuh hanya mencapai 60%. Saker yang tidak dinaungi yaitu dibiarkan terkena langsung sinar matahari di lapang memiliki daya tumbuh paling tinggi pada saker yang langsung ditanam di lapang yaitu mencapai 93% dan yang memiliki daya tumbuh paling rendah bila disimpan selama 21 sampai 28 hari bari ditanam.
5.4. Daya tumbuh saker Terhadap Pemangkasan Akar (Jong, 1995)
29
gambut. Semuan pelepah daun dipangkas sampai hanya tinggal 30 cm. Perlakuan terdiri atas: (1) panjang akar 1 cm, (2) panjang akar 5 cm, dan panjang akar 10 cm.
Hasil pengamatan menunjukkan bahwa daya tumbuh saker terhadap berbagai tipe panjang akar yang disertakan ke saker tidak berbeda nyata untuk semua perlakuan dengan persentase daya tumbuh 90 – 93.3%.
5.5. Daya Tumbuh Saker Terhadap Tingkat Kedalaman Penanaman (Jong, 1995)
Sistem pembibitan yang digunakan adalah ditanam langsung pada areal pembibitan yang kondisi kandungan air sejajar dengan permukaan tanah (tanpa menggunakan polybag) pada lahan gambut. Semua pelepah daun dipangkas sampai hanya tinggal 30 cm. Perlakuan terdiri atas: (1) diletakkan pada permukaan tanah, (2) Setengan bagian stolon dibenamkan ke dalam tanah, (3) seluruh stolon dibenamkan ke dalam tanah, (4) stolon dibenamkan 8 cm di bawah permukaan tanah.
Hasil pengamatan menunjukkan bahwa stolon yang dibenamkan sebagian dan stolon yang dibenamkan seluruhnya ke dalam tanah memiliki daya tumbuh paling tinggi yaitu 90% dan stolon yang dibenamkan 8 cm di bawah permukaan tanah memiliki daya tumbuh paling rendah yaitu 70% dan tidak berbeda nyata dengan yang hanya diletakkan langsung dipermukaan tanah (tanpa dibenamkan).
5.6. Daya Tumbuh Saker Terhadap Pemberian Naungan di Pembibitan (Jong, 1995)
Sistem pembibitan yang digunakan adalah ditanam langsung pada areal pembibitan yang kondisi kandungan air sejajar dengan permukaan tanah (tanpa menggunakan polybag) pada lahan gambut. Semua pelepah daun dipangkas sampai hanya tinggal 30 cm. Perlakuan dilakukan pada musim penghujan dan musim panas. Tiap perlakuan menggunakan 20 saker dan tidak ada ulangan. Perlakuan pertama yaitu tidak dinaungi dan perlakuan ke dua yaitu dinaungi kira-kira 50% dengan menggunakan daun pelepah sagu.
30
5.7. Daya Tumbuh Saker Terhadap Perlakuan Kimia
Sistem pembibitan yang digunakan adalah ditanam langsung pada areal pembibitan yang kondisi kandungan air sejajar dengan permukaan tanah (tanpa menggunakan polybag) pada lahan gambut. Semua pelepah daun dipangkas sampai hanya tinggal 30 cm. Perlakuan terdiri atas: (1) dicelupkan pada abu, (2) dicelupkan ke dalam 1% benomyl fowder (fungisida) yang diencerkan dengan tepung bedak, (3) dicelupkan ke dalam 1% carbofuran granul (Insektisida sistemik), (4) dicelupkan ke dalam campuran benomyl 1% dan carbofuran 1%, (5) control.
Hasil pengamatan menunjukkan bahwa secara statistic tidak ada perbedaan di anatara semua perlakuan yang dicobakan pada saat saker langsung ditanam di pembibitan dengan daya tumbuh antara 70 sampai 93.3%, tetapi pemberian carfuran memiliki daya tumbuh mencapai 93.3% dan control yang hanya mencapai 70%. Saker disimpan selama 14 hari baru ditanam di pembibitan terdapat perbedaan pertumbuhan yaitu perlakuan benomyl dan campran benomyl dan carbofuran yang memiliki daya tumbuh paling tinggi yaitu 80-83.3% dan pemberian abu yang memiliki daya tumbuh paling rendah.
Pustaka
Abbas, B., A.W. Rauf, andF.H. Listyorin. 2013. Growth Ability of Sago Palm Suckers of Yebha Cultivar in the Nursery. European Journal of Scientific Research Vol. 115(4):544-550
31
BAB VI. TEKNIK PERBANYAKAN TANAMAN SAGU DENGAN
KULTUR JARINGAN
Kultur jaringan dan kultur in vitro secara harfiah memiliki pengertian yang berbeda. Kultur jaringan berarti jaringan yang dikulturkan (bukan sel, protoplas atau organ). Kultur in vitro adalah kultur (kultur protoplas, sel, jaringan, atau organ) di dalam wadah gelas atau plastik
yang transparan dan dalam kondisi yang aseptik. Meskipun demikian berdasarkan terminologi kultur jaringan dan kultur in vitro memiliki pengertian yang sama yaitu suatu metode untuk mengisolasi seperti protoplas, sel, jaringan, embryo, atau organ tanaman, kemudian menumbuhkan dalam kondisi aseptik dalam wadah yang transparan (botol gelas atau tabung reaksi).
Kultur jaringan berhubungan erat dengan teori totipotensi sel dari Sachwan dan Schleiden 1938 yang menyatakan setiap sel yang hidup dari organisme sel banyak mempunyai kemungkinan untuk tumbuh dan berkembang bila tersedia lingkungan yang sesuai. Kegiatan kultur jaringan dilakukan untuk mendapatkan tanaman yang memiliki sifat-sifat unggul, eliminasi patogen, konservasi plasma nutfah, ekstraksi senyawa metabolit sekunder, dan perbanyakan klonal secara cepat yang sulit atau tidak mungkin dilakukan secara konvensional.
Dewasa ini sumbangan teknik kultur jaringan yang telah dicapai pada berbagai bidang diantaranya adalah: (1) bidang biologi dan biokimia yaitu memungkinkan untuk dapat diamati sifat-sifat potensi sel tumbuhan, pertumbuhan dan diferensiasi, faktor fisik dan kimia yang mempengaruhi pertumbuhan dan metabolisme sel, (2) bidang industri yaitu perbanyakan tanaman secara klonal dan ekstraksi senyawa sekunder, (3) bidang pemuliaan tanaman yaitu memungkinkan diperoleh variasi somaklonal, induksi mutasi, tanaman haploid, dan tanaman triploid (tanaman tanpa biji), (4) bidang perbaikan sanitasi tanaman yaitu membebaskan tanaman dari serangan patogen (virus, bakteri, dan mikoplasma) yang tidak dapat dilakukan dengan menggunakan pestisida, (5) penyelamatan plasma nutfah (germplasm storage) yaitu dapat dilakukan cara penyimpanan beku (cryopreservation), penyimpanan dingin, dan pemeliharaan dengan pertumbuhan minimal.
32
polen, meningkatkan variabilitas genetik dengan cara induksi mutasi dan klon somatik, dan pembentukan kalus dari kultur sel untuk mempelajari pengaruh nutrien, vitamin, dan zat pengatur tumbuh terhadap pertumbuhan dan perkembangan sel. Salah satu aspek kultur jaringan yang perlu dikembangkan dimasa mendatang yaitu menggunakan kultur jaringan sebagai obyek penelitian dasar dan terapan serta menggunakannya sebagai teknik untuk menghasilkan produk yang dapat dikomersialkan.
Bentuk-bentuk kultur dan tujuan melakukan kultur jaringan disajikan pada Tabel 6. Semua tipe kultur dalam kultur jaringan pada dasarnya dibagi ke dalam dua tahapan yaitu: Tahap pertama yaitu bagian tanaman atau eksplan yang akan dikulturkan diisolasi dari salah satu bagian tanaman seperti sel, jaringan, dan organ. Tahap ke dua yaitu potongan bagian tanaman harus ditempatkan pada kondisi lingkungan fisik (pencahayaan, suhu, wadah kultur) dan media tumbuh yang sesuai untuk dapat mengekspresikan daya totipotensi internal yang terukur melalui pertumbuhan dan perkembangan.
6.1. Tipe Kultur
Tipe-tipe kultur dan tujuan melakukan kultur dalam kultur jaringan dirinci pada Tabel 1. Tabel 7. Tipe-tipe kultur dalam kultur jaringan
Tipe Kultur Tujuan
33 Kultur tanpa
tunas pucuk
Pembentukan tunas adventif atau mengklon tanaman Produksi mutan yang solid
Mengklon tanaman melalui pertumbuhan organ dan pertumbuhan embryo Menciptakan variasi genetik
34 6.2. Faktor yang Mempengaruhi Kultur Jaringan
Faktor yang mempengaruhi keberhasilan kultur jaringan adalah: media, tanaman, dan lingkungan. Ketiga faktor tersebut perlu mendapat perhatian karena dapat menyebabkan
kegagalan apabila keliru dalam memilih jenis media, jenis bahan tanaman, dan lingkungan yang sesuai. Lingkungan yang dimaksudkan disini adalah tempat atau ruang untuk inkubasi eksplan yang telah dikulturkan.
6.2.1. Faktor Media
Kebutuhan hara untuk pertumbuhan optimal eksplan yang dikultur secara in vitro bervariasi di antara tiap-tiap species tanaman. Bahkan bagian tanaman dari jaringan yang berbeda diperlukan komposisi nutrien yang berbeda pula untuk dapat tumbuh dengan baik. Medium yang baik digunakan untuk kultur akar adalah media White (1943), sedang medium yang baik digunakan untuk kultur kalus adalah Gautheret (1939).
Unsur Pokok Media a. Senyawa an organik
Unsur mineral adalah sangat penting untuk kehidupan tanaman contohnya Mg adalah bagian dari klorofil, Ca adalah unsur pokok dari dinding sel, N adalah bagian yang penting dari asam amino, vitamin, protein, dan asam nukleat. Fe, Zn, dan Mo merupakan bagian dari enzim tertentu. Di samping C, H, dan O terdapat 12 unsur yang esensial untuk pertumbuhan tanaman seperti nitrogen, fosfor, sulfur, kalsium, potassium, magnesium, besi, mangan, tembaga, seng, boron, dan molibdenum. Enam unsur dari yang pertama termasuk unsur makro dan yang lainnya adalah unsur mikro. Sesuai dengan rekomendasi Internasional dari Asosiasi Fisiologi Tanaman bahwa konsentrasi unsur yang diperlukan tanaman di atas 0,5 mmol termasuk makro elemen dan konsentrasi di bawah 0,5 mmol termasuk mikro elemen. Komposisi unsur tersebut pada berbagai media bervariasi (Tabel 8 dan 9).
b. Senyawa Organik
35
yang sering ditambahkan ke dalam media kultur adalah Pyridoxine (vitamin B6), asam nikotinat (vitamin B3), dan calcium pantotenat (vitamin B5), dan inositol juga diketahui meningkatkan pertumbuhan tanaman yang dikultur secara in vitro.
Beberapa nutrisi yang tidak diketahui komposisinya sering ditambahkan ke media seperti casein hidrolisat (CH), air kelapa, minyak jagung, ekstrak tepung, juice tomat, dan yeast extract. Semua nutrisi tersebut memiliki komponen penyusun yang kompleks yang dapat digunakan sebagai pemacu pertumbuhan pada kultur jaringan. Meskipun demikian nutrisi ekstrak alami sebaiknya penggunaannya dihindari karena hasilnya tidak konsisten dan bervariasi sekali. Sebaiknya senyawa organik seperti yang telah disebutkan diganti dengan asam amino tunggal seperti l. Asparagine, dan l. Glutamat.
Sumber karbon. Sumber karbon yang banyak digunakan pada kultur in vitro adalah sukrosa dengan konsentrasi 2 – 5 %. Glukosa dan fruktosa juga diketahui dapat mendorong pertumbuhan dengan baik. Sumber karbon lain yang dapat digunakan pada kultur jaringan adalah maltosa, galaktosa, mannosa, dan laktosa. Komposisi hara-hara organik yang diperlukan untuk berbagai macam media disajikan pada Tabel 10
36
Tabel 9. Hara-hara mikro an organik (mg/l)
37
Konsentrasi Auksin Konsentrasi Sitokinin
Tinggi Rendah
Pembentukan akar Embryogenesis
Inisiasi kalus
Tunas adventif Tunas aksilar
Rendah Tinggi
6.2.2. Hormon Tumbuh
Secara umum zat pengatur tumbuh (ZPT) penting ditambahkan ke dalam medium untuk mendapatkan pertumbuhan yang baik. ZPT yang banyak digunakan untuk kultur jaringan adalah kelompok auksin, sitokinin, dan giberelin.
Auksin menyebabkan perpanjangan batang, internode, tropism, apikal dominan, absisi, dan perakaran. Dalam kultur jaringan auksin digunakan untuk pembelahan sel dan diferensiasi akar. Jenis auksin yang banyak digunakan adalah IBA, NAA, NOA, 2,4,5-T, p-CPA, dan 2,4-D. IBA dan NAA secara luas digunakan untuk perakaran dan interaksi antara sitokinin untuk proliferasi tunas. 2,4-D, dan 2,4,5-T sangat efektif untuk induksi pembentukan kalus. Auksin biasanya dilarutkan ke dalam etanol atau NaOH
Sitokinin merupakan hormon yang berperanan untuk pembelahan sel, dominansi apikal, dan diferensiasi tunas. Pemberian sitokinin ke dalam medium menyebabkan pembelahan sel dan diferensiasi tunas adventif dari kalus menjadi organ. Jenis sitokinin yang banyak digunakan pada kultur jaringan adalah BAP, 2-ip dan kinetin.
Giberelin terdiri dari banyak jenis ( 20 ) yang diketahui, tetapi yang umum digunakan adalah GA3. Giberelin dilaporkan menstimulasi pertumbuhan planlet secara normal. GA3. Faktor yang paling bervariasi dan perlu disesuaikan dengan kebutuhan tanaman adalah ZPT sepert auksin dan sitokinin baik dari jenisnya maupun komposisi dan konsentrasinya. Efek dari auksin dan sitikinin disajikan pada Gambar 15.
38 6.2.3. Agar-agar
Bila digunakan medium cair pada tempat kultur yang statis eksplan dapat tenggelam dan mati karena kekurangan oksigen. Untuk menghindari hal semacam itu, media kultur jaringan dikeraskan dengan menggunakan agar-agar. Agar-agar merupakan polisakarida yang diperoleh dari rumput laut dan eksplan ditanam pada permukaan medium. Konsentrasi agar yang umum digunakan adalah 0.8 – 1.0 %. Konsentrasi agar yang terlalu tinggi menyebabkan media terlalu keras dan nutrien tidak dapat berdifusi ke eksplan. Pengerasan media banyak digunakan sebab cocok untuk mempertahankan kultur tetap hidup. Meskipun demikian agar-agar bukan merupakan bahan nutrisi media. Singgel sel atau singgel agregat dapat tumbuh sebagai suspensi pada medium cair yang mengandung nutrisi an organik, organik, ZPT bila diletakkan pada tempat yang selalu bergerak (Shaker). Untuk kultur protoplas dapat digunakan kertas penyangga yang dapat menyerap larutan nutrisi atau hanya diberi sedikit larutan medium cair kalau diletakkan pada wadah yang statis. Meskipun demikian penggunaan agar juga sering menimbulkan masalah karena agar seringkali tidak murni. Berdasarkan studi nutrisi agar mengandung unsur Ca, Mg, dan unsur lain yang dapat menyebabkan eksplan keracunan unsur tertentu.
6.2.4. Derajat Keasaman (pH)
pH medium umumnya digunakan antara 5.0 dan 6.0 sebelum media disterilisasi, meskipun demikian pH media yang baik digunakan adalah 5.8 sebelum diautoklaf. Straus dan La Rue (1954) mendapatkan bahwa pertumbuhan endosperm jagung membentuk kalus terbaik pada pH 7.0. Secara umum pH di atas 6.0 menyebabkan media cukup keras sedang pH dibawah 5.0 menyebabkan agar tidak dapat membentuk gel.
6.2. 5. Medium Dasar
39 6.3. Faktor Tanaman
Pertumbuhan eksplan secara in vitro sangat ditentukan oleh: genotipe, umur tanaman, keadaan fisiologis tanaman induk, jenis jaringan, fase perkembangan tanaman induk, posisi jaringan pada tanaman induk, ukuran eksplan, musim, pelukaan, dan metode inokulasi.
6.3.1. Genotipe tanaman
Kemampuan tanaman untuk mengalami regenerasi sangat bervariasi antara satu jenis dengan jenis yang lain. Tanaman dikotil umumnya lebih mudah diregenerasikan dibanding dengan tanaman monokotil. Kelompok tanaman Gimnospermae memiliki kemampuan regenerasi sangat terbatas kecuali bagian juvenil. Sedang kelompok tanaman Leguminoceae, Begoniaceae, Crassulaceae, dan Cruciferae relatif mudah diregenerasikan.
Kemampuan pembelahan sel dan regenerasi tanaman dalam satu species memiliki variasi dan perbedaan yang sangat besar. Jika species tanaman mudah diregenerasikan secara in vivo juga mudah diregenerasikan secara in vitro. Meskipun demikian kadang-kadang ada species tertentu memiliki perbedaan kemampuan regenerasi antara in vivo dan in vitro. Umpamanya tidak mungkin didapatkan pembentukan tunas adventif stek daun tanaman Kalaucae farinaceae secara in vivo, sebaliknya bisa didapatkan secara in vitro akibat adanya ZPT.
6.3.2. Umur Tanaman
Jaringan embryo biasanya memiliki kemampuan regenerasi tinggi untuk tanaman serelea. Dengan demikian embryo atau biji banyak digunakan sebagai bahan penelitian kultur jaringan. Bahan tanaman yang lebih tua kemampuan regenerasinya kurang. Bagian tanaman yang masih juvenil lebih baik digunakan untuk tanaman pepohonan dan perdu. Rejuvinasi juga dapat memudahkan untuk mendapatkan pembentukan pucuk adventif.
40
lebih mudah. Misalnya pada tanaman Freesia, lunaria annua, Ranuculus sceleretus, Amarillidaceae, Rhododendron, dan lain-lain.
6.3.3. Keadaan Fisiologis
Pada umumnya bagian vegetatif tanaman lebih mudah diregenerasikan secara in vitro daripada bagian generatif. Bagian vegetatif bunga Lili yang digunakan eksplan lebih mudah diregenerasikan daripada bagian generatifnya. Bagian yang masih juvenil lebih mudah diregenerasikan daripada bagian yang tua.
Untuk mendapatkan pertumbuhan eksplan yang baik sebaiknya eksplan diambil dari tanaman yang sehat dan subur. Tanaman induk yang terserang penyakit seperti: virus, jamur, dan bakteri lebih sulit diregenerasikan dan dapat menyebabkan kegagalan.
6.3.4. Jenis Jaringan
Jaringan yang aktif tumbuh lebih mudah ditumbuhkan secara in vitro daripada tanaman yang tidak aktif. Contohnya tunas apikal tumbuh lebih baik daripada tunas lateral. Beberapa jaringan yang dapat digunakan sebagai eksplan adalah kambium, epidermis, dan parenchima.
6.3.5. Fase Perkembangan Tanaman Induk
Fase juvenil lebih baik digunakan sebagai eksplan dibanding fase reproduktif. Tanaman yang dicangkok yang sudah dewasa, tetap saja merupakan tanaman dewasa. Kalau apeks rambutan sudah dewasa digunakan eksplan, secara fisiologi mempunyai sel-sel dewasa sehinga waktu untuk berproduksi lebih cepat.
6.3.6. Posisi Jaringan pada Tanaman Induk
41
tunas, dan petiola yang dijadikan eksplan untuk induksi pembentukan kalus memberikan respon yang sangat berbeda.
6.3.7. Ukuran Eksplan
Umumnya eksplan yang lebih kecil seperti sel, kelompok sel dan meristem (apeks) lebih sulit ditumbuhkan dibanding eksplan yang lebih besar seperti daun, batang, dan umbi. Bagian eksplan yang lebih besar mempunyai cadangan makanan dan ZPT yang lebih banyak dibanding eksplan yang lebih kecil, sehingga eksplan yang lebih besar lebih mudah diregenerasikan dibanding eksplan yang lebih kecil. Eksplan yang ukurannya lebih besar, penambahan nutrisi (sumber karbon dan mineral) dan zat pengatur tumbuh kurang efektif. Eksplan dengan ukuran panjang 1 cm pada tanaman hyacinth lebih lambat membentuk tunas daripada eksplan dengan ukuran panjang 2 cm. Selanjutnya eksplan yang ukuran 3 cm lebih cepat bertunas daripada eksplan yang berukuran 2 cm.
6.3.8.Keaktifan Pertumbuhan pohon Induk
Musim mempengaruhi keaktifan tumbuh induk sumber eksplan. Pada musim gugur dan dingin tanaman mengalami dormansi. Pada musim hujan pohon induk yang akan dijadikan sebagai sumber eksplan tumbuh banyak tunas-tunas baru yang baik digunakan untuk eksplan, tetapi karena pada musim hujan sering kali terjadi kontaminasi yang tinggi karena didukung oleh udara yang lembab. Sumber eksplan yang baik adalah tanaman yang aktif tumbuh.
6.3.9. Pelukaan
Pengaruh pelukaan terhadap regenerasi akar pada tanaman Rhododendron. Eksplan dipotong melengkung (transversely), miring dan dipotong melintang, ternyata eksplan yang dipotong melintang lebih cepat keluar akar.
6.3.10.Metode Inokulasi
42
lebih baik dan mungkin juga disebabkan oleh faktor lain. Eksplan yang diinokulasi secara apolar mempunyai substansi terakumulasi pada ujung pangkal yang menyebabkan tidak dapat berdifusi ke agar selama tidak bersentuhan dengan media. Kasus ini terjadi pada semua tanaman yang termasuk Amarillidaceae yaitu inokulasi secara polar yang lebih baik.
6.4. Faktor Lingkungan
Faktor lingkungan (fisik) yang memmpengaruhi kultur in vitro adalah: cahaya, suhu, kelembaban, air, oksigen, karbon dioksida, dan aruslistrik.
6.4.1. Cahaya
Cahaya merupakan faktor yang kompleks termasuk panjang hari, penyinaran, dan warna penyinaran. Efek panjang hari pada kultur in vitro hanya sedikit diketahui. Panjang hari yang biasa digunakan pada kultur in vitro adalah 14 – 16 jam dan penyinaran yang terus menerus. Contoh pada tanaman Rhododendron memeperlihatkan pertumbuhan yang baik pada eksplan yang diberi penyinaran secara terus menerus dibanding dengan eksplan yang diberi penyinaran 16 jam dan lebih tidak baik lagi pada eksplan yang hanya diberi penyinaran 8 jam. Pada tanaman begonia yang diberi penyinaran 3 w/m2 lampu pijar tidak mengalami regenerasi.
Flourescent tube biasanya digunakan untuk kultur in vitro karena memberikan hasil yang baik. Lampu yang memancarkan sinar ultra violet tinggi menghambat pertumbuhan tunas adventif.
6.4.2. Suhu
Suhu di dalam ruang kultur biasanya dipertahankan konstan antara 24 – 26 oC tergantung pada species yang diteliti, misalnya Bulbous sp diperlukan suhu 18 oC, untuk tanaman tropis 28
– 29 oC. Suhu optimal untuk pertumbuhan dan perkembangan secara in vitro umumnya 3 – 4 oC lebih rendah daripada diluar ruang kultur. Tanaman dapat dipelihara sesuai dengan suhu in vivo yang diperlukan. Pada umumnya pertumbuhan yang baik untuk tanaman tropis dalam kultur in vitro diperlukan suhu 25 oC 3 oC (22 – 28 oC).
6.4.3. Kelembaban
43
kondensasi (titik air) pada dinding botol kultur. Kelembaban yang terlalu tinggi dapat menyebabkan infeksi yang tinggi dan media kehilangan air melalui evaporasi.
6.4.4. Air
Air yang baik digunakan untuk kultur in vitro adalah air dobel destilasi. Sebaiknya alat-alat destilasi dibersihkan sebelum menggunakannya untuk mendapatkan air destilasi yang baik.
6.4.5. Oksigen
Pertumbuhan organ khususnya pertumbuhan akar adventif didorong oleh suplai oksigen yang baik. Penggunaan medium cair menyebabkan suplai O2 yang banyak, tetapi botol kultur harus ditempatkan atau diinkubasikan pada tempat yang bergerak (shaker). Penambahan O2 dari luar dapat menyebabkan kultur terkontaminasi, dengan demikian kalau diperlukan O2 yang banyak dalam botol kultur digunakan medium cair.
6.4.6. Karbon dioksida
Sukrosa adalah sumber karbon yang baik digunakan pada kultur in vitro. Tentu saja dapat juga dilakukan penambahan CO2 dari luar, tetapi hal ini jarang dilakukan, karena resiko kontaminasi tinggi, terutama kalau sumber CO2 yang akan digunakan tidak steril. Perlu diketahui juga bahwa fotosintesis di dalam kultur in vitro sangat kurang dibanding dengan tanaman kultur in vivo disebabkan intensitas radiasi sangat rendah dengan demikian hanya diperlukan sedikit sekali CO2.
6.4.7. Arus listrik
Arus listrik yang lemah (1A) yang ada antara jaringan dan media menyebabkan pertumbuhan kalus pada tembakau meningkat. Pengaruh arus listrik bila dibuat negatif pertumbuhan rata-rata kalus meningkat 70 %.
6.5. Faktor Penyiapan Media
44
(double layer). Pada kultur statis umumnya digunakan media padt untuk menghindari eksplan yang dikulturkan tidak tenggelam yang dapat menyebabkan kekurangan oksigen.
Media padat dibuat dengan menambahkan agar-agar ke dalam larutan unsur-unsur yang dibutuhkan tanaman. Jenis agar-agar yang dapat digunakan untuk memadatkan media yaitu agar bacto, agar stik, agar murni, dan agar swallow (banyak dijual bebas). Agar swallow paling mudah didapatkan tetapi sudah ada campuran vanilinya karena agar-agar ini banyak digunakan untuk membuat kue, meskipun demikian masih bisa digunakan untuk memadatkan media dengan tujuan perbanyakan tanaman.
Komposisi unsur penyusun media yang dapat digunakan untuk kultur jaringan bervariasi tergantung dari jenis tanaman, tujuan kultur, jenis eksplan, dan sumber eksplan. Meskipun demikian komposisi media yang banyak digunakan untuk kebanyakan tanaman yaitu media MS (Murashige dan skoog, 1962) dan MS yang dimodifikasi. Khususnya untuk kultur tanaman anggrek komposisi media dasar yang banyak digunakan yaitu media Vasin dan Wen, Knudson C, dan kadang-kadang MS. Komposisi senyawa penyusun media MS, Knudson C, dan woody plant medium (WPM) dapat dilihat pada Tabel 6, 7, dan 8. Sebelum membuat media terlebih
