V. KESIMPULAN DAN SARAN
5.2 Saran
Untuk penelitian selanjutnya, perlu dievaluasi viabilitas parasit I. multifiliis
pada suhu rendah yang kisaranya lebih luas dan lebih tinggi dari perlakuan 9±2°C, mengingat kondisi alami suhu perairan untuk budidaya ikan di Indonesia relatif lebih hangat. Selain itu karena metode suhu rendah ini tetap membutuhkan propagasi in vivo, maka perlu dievaluasi nilai panen parasit (yield) pada setiap siklus propagasi in vivo, dan mengevaluasi imunogenisitas antigen parasit yang dihasilkan.
Barizi II. 1990. Kekebalan buatan benih ikan lele dumbo Clarias gariepinus umur 14 hari terhadap ichtyophthiriasis [Skripsi]. Fakultas Perikanan Institut Pertanian Bogor.
Bobadilla AS. 2008. Living off a fish: a trade off between parasites and the immune system. Fish &Shellfish Immunology. 25, 358-372.
Buchmann K, J Sigh, CV Nielsen, M Dalgaard. 2001. Host response against the fish parasitizing ciliate Ichtyophtirius multifiliis. Veterinery Parasitology vol 100: 105-116p.
Davis KB, BR Griffin, WL Gray. 2002. Effect of handling stress on susceptibility
of channel catfish Ictalurus punctatus (Rafinesque) to
Ichtyophtirius multifiliis and channel catfish virus infection. Aquaculture 214: 55-66p.
Dan XM, Li AX, Lin XT, Teng N, Zhu X.Q. 2006. A standardized method to propagate Cryptocaryon irritans on a susceptible host pompano
Trachiaonatus ovatus. Aquaculture 258, 127-133p.
Dan XM, Lin XT, Yan YX, Teng N, Tan ZL, Li AX. 2009. A technique for the preservation of Cryptocaryon irritans at low temperatures. Aquaculture 297: 112-115p.
Dickerson HW. 2006. Ichtyophthirius multifiliis and Cryptocaryon irritans
(phylum Ciliophora). In Fish Diseases and Disorder. Vol 1. Protozoan and Metazoan Infection. 2nd edition.
Ekless LM. 1993. Ichthyophthirius multifiliis: axenic isolation and short-term maintenance in selected monophasic media. Journal of Fish Diseases. 16(5): 437-447p.
Ewing MS, KM Kocan. 1986. Ichthyophthirius multifiliis (Ciliophora) Development in Gill Epithelium. Journal of Eukaryotic Microbiology. 33(3): 369-374p.
Ewing MS, Melanie EL, Ewing SA. 1986. Critical periods in development of
Ichthyophthirius multifiliis (Ciliophora) population. Journal of Eukaryotic Microbiology. 33: 388-391p.
Hass W, B Haberl, M Hoffman, S Kerschensteiner, U Ketzer. 1993.
Ichthyophthirius multifiliis invasive stages find their fish hosts with complex behaviour patterns and in response to different chemical signals. European Journal of Protistology. 35: 129-135p.
He J, Z Yin, G Xu, Z Gong, TJ Lam, YM Sin. 1997. Protection of goldfish against
Ichtyophthirius multifiliis by immunization with a recombinant vaccine. Aquaculture 158: 1-10p.
Hoffman GL. 1967. Parasites of north american freshwater fishes. University of California Press. Barkeley.
Lee HH, DA Mora.2005. Survival of glochidia of freshwater mussels, Pygonodon grandis (Molusca:Unionidae) in vitro in the United States. Worl Aquaculture vol. 36(4).
Martins ML, CA Shoemaker, D Xu, PH Klesius. 2011a. Effects of paratism on vaccine eficacy against Streptococcus iniae in nile tilapia. Aquaculture 314: 18-23p.
Martins ML, D Xu, CA Shoemaker, PH Klesius. 2011b. Temperature effect on immune response and hematological parameters of channel catfish
Ictalurus punctatus vaccinated with live theronts of Ichtyophthirius multifiliis. Fish and Shellfish Immunology. 31 : 774-780p.
Nielsen CV, Buchmann. 2000. Prolonged in vitro cultivation of Ichtyophthirius multifiliis using an EPC cell line as substrate. Dis Aquat Org. vol 42: 215- 219p.
Noe JG, Dickerson HW. 1995. Sustained growth of Ichthyophthirius multifiliis at low temperature in the laboratory. J. Parasitology. 81: 1022-1024.
Sigh J, T Lindenstorm, K Buchmann. 2004. The parasitic ciliate
Ichthyophthirius multifiliis induces expression of immune relevant genes in rainbow trout, Onchorynchus myskiis. Jou. of Fish Dis. 27: 409-417p.
Syawal H. 1995. Prospek media buatan untuk mempertahankan
Ichtyophthirius multifiliis pada stadia infektif [Tesis]. Sekolah Pascasarjana Institut Pertanian Bogor.
Visvesvara GS, LS Garcia. 2002. Culture of protozoan parasite. Clinical Microbiology Review july: 327-328p.
Wang X, TG Clark, J Noe, HW Dickerson. 2002. Immunizatio of channel catfish
Ictalurus punctatus (Rafinesque) with Ichthyopthirius multifiliis
immobilization antigens elicits serotype spesific protection. Fish&Shellfish Immunology. 13: 337-350p.
Xu DH, PH Klesius. 2002. Antibody mediated immune response against
Ichthyopthirius multifiliis using excised skin from channel catfish
Ictalurus punctatus (Rafinesque), immune to Ichthyopthirius. Jou. of Fish Dis. 25: 299-306p.
Xu DH, PH Klesius. 2003. Protective effect of cutaneous antibodies produced by cahnnel catfish Ictalurus punctatus (Rafinesque) immune to
Ichthyopthirius multifiliis on cohabitated non immune catfish. Jou. of Fish Dis. 26: 287-291p.
Xu DH, PH Klesius, RA Shelby. 2004. Immune response and host protection of channel catfish, Ictalurus punctatus (Rafinesque) against
Ichthyopthirius multifiliis after immunization with live theronts and sonicated trophonts. Jou.of Fish Dis. 27: 135-145p.
Xu DH, PH Klesius, CA Shoemaker. 2005. Cutaneous antibodies from channel
catfish, Ictalurus punctatus (Rafinesque) immune to
Ichthyopthirius multifiliis may induces apoptosis of ich theronts. Jou.of Fish Dis. 28: 213-220p.
Xu DH, PH Klesius, CA Shoemaker. 2008. Protective immunity of nile tilapia against Ichthyopthirius multifiliis post immunization with live theronts and sonicated trophonts. Fish&Shellfish Immunology 25: 124-127p.
Xu DH, PH Klesius, CA Shoemaker. 2009. Effect of immunization of channel catfish with inactivated trophonts on serum and cutaneous antibody titre and survival against Ichthyopthirius multifiliis. Fish&Shellfish Immunology. 26: 614-618p.
Xu DH, JW Pridgeon, PH Klesius, CA Shoemaker. 2011. Paratism by protozoan
Ichtyophthirius multifiliis enhanced invasion of Aeromonas hydrophilla in tissues of channel catfish. Vet.Parasitol. doi: 10.1016/j.vetpar.2011.09.020 (article in press).
Yambot AV, YL Song. 2006. Immunization of grouper Epinephelus coioides
confers protection against a protozoan parasite, Cryptocaryon irritans. Aquaculture 260: 1-9p.
Lampiran 1. Komposisi larutan alkohol-formalin-asam asetat glacial (AFA)
Semua bahan dicampur menjadi satu dan disimpan dalam botol gelap dan dalam suhu ruang.
Bahan Jumlah Satuan
Formalin 6 mℓ
Alkohol 50 mℓ
Asam asetat glacial 4 mℓ
RAHMAN. The Viability of Ichthyophthirius multifiliis Maintained at Low Temperature. Under direction of SUKENDA and SRI NURYATI
The ciliate Ichthyophthirius multifiliis, an obligat fish parasite, was maintained at low temperature as attempt to prolong its life span and reduce the number of fish hosts required in its laboratory propagation. The experiments were conducted using trophont stage of parasite which originally isolated from any outbreaks of white spot disease. Briefly, parasites were subjected at optimal temperature 25- 28°C (control) and at low temperature 9°C for 14 consecutive days of observation. The survival rate, encystation rate, excystation rate, and the abnormality of descendants which produced by maintained parasites were examined at the last day of observation. Here the infectivity of parasites then performed by means of infecting the animal model either black moly Poecilia sphenops or red belly pacu
Colossoma macropomum with escaping theronts which collected during excystation. The results revealed that the survival rate and the excystation rate of parasites were decreased, while the encystation rate and the abnormality increased as maintaining period increased. Spesifically, the final rate of survival, encystation, and excystation of parasites were 35%, 100%, and 33,33% respectively. Additionally, the descendants came out with highly abnormality recognized by their weak mobility and their lower infectivity (40-50%) compared to the control (80-100%). Overall, from the study concluded that, it is possible to maintain I. multifiliis at low temperature without its host for 14 days, where it still gain its infectivity, eventhough being decreased.
.
RAHMAN. Viabilitas Parasit Ichtyophthirius multifiliis yang Dipelihara pada Suhu Rendah. Dibimbing oleh SUKENDA dan SRI NURYATI.
Parasit Ichtyophthirius multifiliis adalah protozoa yang mengakibatkan gejala bintik putih pada hampir semua jenis ikan air tawar. Penyakit yang
diakibatkannya dikenal dengan istilah ‘ich’ atau white spot. Wabah parasit ini
terjadi ketika adanya inang yang mengalami kerentanan, dan kondisi lingkungan yang mendukung pertumbuhan parasit terutama dari faktor suhu. Secara umum dengan meningkatnya suhu perairan (25-28°C) akan meningkatkan aktivitas parasit, dan siklus hidupnya akan selesai dalam waktu yang lebih cepat.
Usaha penanggulangan dengan kemoterapi tidak memberikan hasil yang maksimal karena tidak membunuh parasit pada stadia trophont dan kista. Akan tetapi terdapat fenomena ikan yang bertahan hidup dari infeksi parasit ini akan menjadi lebih resisten pada infeksi selanjutnya, sehingga membuka peluang untuk mengembangkan tindak imunoprofilaksis.
Langkah awal dalam mengembangkan tindak imunoprofilaksis adalah mendapatkan antigen yang mencukupi secara kontinyu. Namun, karena tidak ada kepastian wabah penyakit dan hambatan musim, maka langkah tersebut harus ditempuh melalui propagasi parasit di laboratorium baik secara in vivo maupun in vitro. Propagasi I. multifiliis di laboratorium dicirikan dengan laju peralihan stadia yang tinggi serta adanya kebutuhan inang sehingga meningkatkan biaya dan tenaga dalam proses propagasinya.
Tujuan penelitian ini adalah untuk mengevaluasi efektivitas suhu rendah dalam memperpanjang viabilitas parasit I. multifiliis yang dipelihara terpisah dari inangnya. Hasil penelitian ini diharapkan dapat menambah pengetahuan dalam teknik propagasi I. multifiliis, mengurangi jumlah inang yang dibutuhkan, dan membuka peluang untuk menghasilkan antigen parasit I. multifiliis.
Parasit dipelihara pada suhu 9°C selama 14 hari dan diamati viabilitasnya melalui nilai kelangsungan hidup parasit, persentase encystment, persentase
excystment, abnormalitas parasit, dan infektifitas pada ikan uji. Analisa data dilakukan secara deskriptif. Sebagai kontrol digunakan parasit sama yang dipelihara pada suhu normal 27°C.
Berdasarkan hasil pengamatan yang dilakukan, terlihat bahwa persentase
encystment dan abnormalitas parasit semakin meningkat dengan bertambahnya waktu pengamatan, sedangkan persentase excystment dan kelangsungan hidup parasit semakin menurun. Pada akhir pengamatan, nilai parameter persentase
encystment, persentase excystment, dan kelangsungan hidup parasit berturut-turut adalah 100%, 33,33%, dan 35%. Terjadi penurunan infektifitas parasit pada perlakuan suhu rendah yang hanya berkisar antara 30 hingga 40% jika dibandingkan pada perlakuan kontrol yang mencapai 80 hingga 100%. Berdasarkan penelitian ini, dapat disimpulkan bahwa terdapat peluang untuk memperpanjang masa simpan parasit I. multifiliis pada suhu 9°C, meskipun viabilitas dan infektifitas parasit mengalami penurunan.
Kata kunci : Ichtyophthirius multifiliis, encystment, excystment, abnormalitas, infektifitas
I. PENDAHULUAN
1.1 Latar Belakang
Produksi akuakultur seringkali dipengaruhi oleh interaksi parasitik yang terjadi antara ikan budidaya dengan beberapa organisme akuatik lainnya. Interaksi parasit mencakup hubungan dengan golongan organisme uniseluler (bakteri dan protozoa) maupun dengan organisme multiseluler. Interaksi ini tidak jarang menghasilkan penyakit pada budidaya ikan. Salah satu serangan penyakit yang paling banyak menyerang ikan budidaya air tawar dan air laut adalah penyakit bintik putih. Pada ikan air tawar penyakit ini disebabkan oleh parasit
Ichtyophthirius multifiliis yang menyerang semua jenis ikan yang dibudidayakan di seluruh dunia (Xu et al. 2009), sedangkan pada ikan air laut disebabkan oleh parasit Cryptocaryon irritans (Dickerson 2006; Yambot and Song 2006).
Parasit I. multifiliis adalah organisme ciliata yang menyerang epidermis ikan dan menimbulkan bintik putih pada sekujur tubuh ikan. Parasit ini memiliki spesifisitas inang yang rendah dan infeksinya dapat menimbulkan tingkat kematian ikan yang tinggi (Buchmann et al. 2001; Wang et al. 2002). Wabah parasit ini terjadi ketika inang mengalami kerentanan, dan kondisi lingkungan yang mendukung untuk proliferasinya terutama dari faktor suhu. Secara umum, dengan meningkatnya suhu perairan (25-28°C) akan meningkatkan aktivitas parasit, dan siklus hidupnya akan selesai dalam waktu yang lebih cepat jika dibandingkan pada suhu yang lebih rendah (Dickerson 2006). Serangan I. multifiliis pada benih ikan lele dumbo (Clarias gariepinus) umur 14 hari dapat mengakibatkan peningkatan kematian benih hingga 100% dengan dosis lethal, sedangkan pada dosis sublethal akan menghasilkan penurunan bobot ikan hingga 14% (Barizi 1990).
Usaha penanggulangan dengan kemoterapi tidak memberikan hasil yang maksimal karena tidak dapat membunuh parasit pada stadia trophont dan kista (Dickerson 2006; Xu et al. 2004). Akan tetapi terdapat fenomena ikan yang pernah terinfeksi parasit ini akan menjadi lebih resisten pada infeksi selanjutnya (Barizi 1990; Xu dan Klesius 2003; Sigh et al. 2004) sehingga membuka peluang
untuk mengembangkan tindak imunoprofilaksis (Buchmann et al. 2001; Xu dan Klesius 2002).
Langkah awal dalam mengembangkan tindak imunoprofilaksis adalah mendapatkan antigen dalam jumlah yang mencukupi. Namun, karena tidak ada kepastian mengenai wabah penyakit dan hambatan musim, maka langkah tersebut harus ditempuh melalui propagasi parasit di laboratorium baik secara in vivo
maupun secara in vitro (Dan et al. 2009). Akan tetapi kemudian ditemukan banyak faktor yang menghambat tujuan tersebut. Propagasi parasit secara in vitro
di laboratorium terhambat dengan adanya sifat obligat inang dari I. multifiliis,
yang mengakibatkan propagasi parasit selama ini dilakukan hanya pada inang dengan menggunakan ikan hidup untuk multiplikasi dan koleksinya (Nielsen dan Buchmann 2000). Usaha beberapa peneliti untuk mencari komposisi media buatan yang tepat yang mendukung perbanyakan I. multifiliis secara in vitro masih belum mendapatkan hasil yang memuaskan (Dan et al. 2009).
Protozoa membutuhkan penanganan yang lebih rumit untuk ditumbuhkan dalam suatu media. Kontaminasi mikroorganisme lain dalam media kultur menjadi permasalahan yang sering ditemui. Hadirnya beberapa jenis protozoa lain dalam media kultur dapat menjadi kompetitor nutrisi atau predator (Lee dan Mora 2005). Kontaminasi fungi dan bakteri dapat merusak media kultur, sedangkan buangan metabolisme ke dalam media diduga memperburuk kualitas media dan menurunkan sintasan organisme uji (Lima 2006). Beberapa peneliti seperti Nielsen dan Buchmann (2000) menduga bahwa faktor-faktor inang mungkin dibutuhkan dalam mengkultur beberapa parasit ikan dalam media buatan. Penelitian mereka yang menggunakan serum dan mukus ikan walaupun tidak menghasilkan parasit dalam jumlah banyak dan kontinyu, namun membuktikan bahwa viabilitas parasit dalam media buatan bertahan jauh lebih lama dibandingkan dengan parasit yang dipelihara dalam media air.
Masalah yang muncul pada propagasi secara in vivo adalah tingkat keberhasilan yang sangat dipengaruhi oleh kualitas dan kuantitas parasit serta kualitas lingkungan. Namun, masalah sebenarnya yang paling menghambat adalah tidak bisanya menginterupsi proses propagasi seandainya parasit belum atau tidak dibutuhkan dalam jumlah yang banyak (Dan et al. 2009). Hal tersebut disebabkan
siklus hidup parasit yang cepat dan laju peralihan stadia yang tinggi. Parasit yang dihasilkan dari sistem propagasi ini harus dimanfaatkan sesegera mungkin sebelum lepas atau beralih stadia, dan propagasi harus tetap diteruskan pada inang berikutnya. Hal ini jelas membutuhkan tenaga dan biaya yang tinggi sehingga memperlambat beberapa tujuan dan kepentingan eksperimen lainnya (Dan et al.
2009).
Usaha untuk mempertahankan viabilitas parasit pada stadia tertentu telah dilakukan oleh beberapa peneliti. Syawal (1995) mencoba untuk mempertahankan stadia infektif I. multifiliis pada 12 media buatan. Walaupun tidak semua parasit berhasil hidup, penelitian tersebut berhasil membuktikan bahwa media buatan dapat mempertahankan viabilitas parasit.
Pendekatan yang berbeda dilakukan oleh beberapa peneliti. Dan et al.
(2009) berusaha memisahkan parasit Cryptocaryon irritans dari inangnya dan menekan kecepatan laju siklus parasit pada suhu rendah (12°C) selama empat bulan. Mereka mendapatkan sintasan parasit yang tinggi hingga akhir perlakuan tanpa kehilangan infektifitasnya. Sementara itu Noe dan Dickerson (1995) tanpa memisahkan parasit I. multifiliis dari inangnya, berhasil memperlambat perkembangan parasit pada ikan channel catfish Ictalurus punctatus. Parasit tetap tinggal pada inangnya selama 20,4 hari pada suhu 9°C jauh lebih lama dibandingkan pada suhu 25°C yang hanya tinggal 5-6 hari saja pada inangya.
1.2 Rumusan Masalah
Dengan adanya beberapa masalah yang ditemui dalam propagasi parasit baik secara in vitro maupun in vivo, maka harus diupayakan pendekatan lain untuk memelihara parasit yang berhasil diisolasi dari inang. Usaha ini tidak lagi bertujuan untuk perbanyakan parasit, namun lebih diutamakan untuk mempertahankan sifat dan karakter parasit pada stadia yang diinginkan dan mengurangi jumlah inang yang dibutuhkan yang kemudian akan mengurangi biaya dan tenaga dalam pemeliharaan parasit I. multifiliis. Penelitian terpisah yang dilakukan sebelumnya membuktikan bahwa penurunan suhu lingkungan dapat memperlambat perkembangan parasit I. multifiliis dan memperpanjang masa tinggal parasit di tubuh inang lebih lama jika dibandingkan pada suhu lingkungan
normal. Sementara itu penelitian yang mencoba mengkultur parasit I. multifiliis
dalam media buatan menemukan bahwa parasit I. multifiliis dapat dipelihara terpisah dari inangnya dalam masa tertentu. Oleh karena itu perlu dilakukan sebuah penelitian yang bertujuan untuk mengevaluasi viabilitas parasit I. multifiliis bila dipelihara terpisah dari inangnya pada suhu rendah (9±2°C) selama waktu yang singkat.
1.3 Tujuan dan Manfaat
Tujuan penelitian ini adalah untuk mengevaluasi efektivitas suhu rendah (9±2°C) dalam mempertahankan viabilitas parasit I. multifiliis yang dipelihara terpisah dari inangnya. Hasil penelitian ini diharapkan dapat menambah pengetahuan dalam pemeliharaan parasit I. multifiliis, mengurangi jumlah inang yang dibutuhkan dalam propagasi in vivo, membuka peluang untuk menghasilkan antigen parasit I. multifiliis dalam penelitian imunisasi ikan, serta dapat dipakai sebagai pendekatan untuk penelitian yang sama untuk jenis parasit protozoa lainnya.
1.4 Hipotesis Penelitian
Parasit I. multifiliis dapat dipelihara terpisah dari inangnya pada suhu rendah tanpa kehilanganan viabilitas dan infektifitasnya.
II. TINJAUAN PUSTAKA
2.1 Protozoa Bersilia, Ichtyophthirius multifiliis Forquet
Ichtyophthirius multifiliis adalah satu-satunya spesies parasit di dalam genusnya (Lee et al. 1985 dalam Dickerson 2006). Sistematika lengkapnya menurut Hoffman (1967) adalah filum Protozoa, Subfilum Ciliaphora, kelas Ciliata, Subkelas Holotrica, Famili Holophrydae, Genus Ichthyophthirius, dan Spesies Ichtyophthirius multifiliis. Protozoa ini mengakibatkan penyakit bintik putih pada semua jenis ikan air tawar yang dikenal sebagai penyakit 'ich' atau white spot (Dickerson 2006; Davis et al. 2002).
2.1.1 Epidemiologi I. multifiliis
Distribusi geografi parasit I. multifiliis menyebar dari daerah tropik hingga sub-Artik yaitu pada wilayah-wilayah dimana beberapa jenis ikan air tawar masih dibudidayakan. Diduga ada perbedaan subspesies antara I. multifiliis yang menyerang di daerah tropik dengan daerah sub-Artik. Ikan dengan kemampuan toleransi suhu yang luas seperti cyprinid dan catfish berpeluang lebih besar untuk terserang oleh dua subspesies parasit tersebut (Dickerson 2006).
Wabah I. multifiliis membutuhkan lingkungan yang tepat dan juga adanya populasi inang yang rentan. Suhu yang relatif hangat mempermudah multiplikasi jumlah parasit, sedangkan stress akibat padat tebar, penanganan ikan, rendahnya kadar oksigen terlarut, adanya polutan, dan aktivitas pemijahan dapat menurunkan kompetensi sistem imunitas ikan yang akhirnya akan memicu wabah parasit (Dickerson 2006). Dalam suatu populasi, ikan dengan usia yang lebih muda akan lebih rentan terserang parasit ini dibandingkan ikan dewasa yang pernah terserang parasit yang sama, akan tetapi jika populasi tersebut untuk pertama kalinya terserang, maka semua usia ikan akan rentan terhadap serangan I. multifiliis
(Dickerson 2006).
2.1.2 Siklus Hidup Parasit
Siklus hidup I. multifiliis terdiri dari dua tahap, yaitu tahap yang bersifat parasit pada epidermis ikan, dan tahap berenang bebas di lingkungan akuatik (Xu
et al. 2008). Tahap parasit di epidermis ikan dilakukan dalam stadia trophont (Gambar 1a). Selanjutnya trophont akan keluar dari jaringan epidermis ikan untuk
membentuk tomont yang akan menempel pada substrat di dasar perairan (Gambar 1b). Tomont akan membentuk kista yang di dalamnya terdapat ratusan hingga ribuan tomit yang bila cukup umur akan memecah dinding kista dan berubah menjadi stadia infektif theront (Gambar 1c) (Dickerson 2006). Morfologi beberapa stadia parasit dapat dilihat pada Gambar 1.
Gambar 1. Morfologi beberapa stadia parasit I. multifiliis a) sel trophont dengan makronukleus (tanda panah). b) sel tomont yang sedang melakukan pembelahan sel. c) sel theront yang berenang bebas Waktu yang dibutuhkan untuk merubah stadia trophont menjadi theront sangat dipengaruhi oleh faktor suhu. Pada suhu 5°C butuh waktu 9 hari, namun akan drastis menjadi 18 jam saja pada suhu 25°C (Buchmann et al. 2001). Siklus hidup dari parasit I. multifiliis dapat dilihat pada Gambar 2.
Gambar 2. Siklus hidup parasit I. multifiliis
Trophont encystment tomont excystment Theront Trophozoit Infection a) 250 µm b) 200 µm c) 60 µm
Stadia infektif dari parasit I. multifiliis berasal dari sel tomite yang berdiferensiasi di dalam kista sel tomont dan melepaskan diri pada proses
excystment dengan memecah kista. Proses diferensiasi mencakup perubahan bentuk sel menjadi lebih lancip (pyriform), dan pembentukan perforatorium yang sangat berperan dalam proses infeksi (Dickerson 2006).
Stadia infektif theront sangat tertarik dengan komponen serum di dalam mukus, terutama pada daerah kulit yang lebih banyak diseliputi oleh mukus (Buchmann et al. 2001). Mekanisme theront dalam menginfeksi telah dipahami dengan baik, dimana theront melakukan gerakan berputar untuk menembus mukus ikan (Buchmann et al. 2001). Theront dapat bertahan hidup dalam perairan normal selama lebih 48 jam dan akhirnya mati jika tidak mendapatkan inang yang sesuai (Nielsen dan Buchmann 2000).
Tidak terdapat bukti bahwa stadia tomont dan theront melakukan aktivitas makan selama di lingkungan perairan. Vakuola makanan hanya terbentuk sesaat setelah theront menembus mukus ikan, dan semakin sempurna pada stadia trophont (Dickerson 2006). Namun beberapa peneliti menduga bahwa pada beberapa taraf, sel theront mampu memanfaatkan nutrisi dari lingkungannya. Hal tersebut dibuktikan oleh kemampuan sel theront untuk bertahan lebih lama jika dipelihara dalam media bernutrisi (Ekless 1993).
Gambar 3. Perubahan bentuk sel theront sebelum dan sesudah kontak dengan plasma ikan. a) Sel theront sebelum kontak dengan bentuk lancip, dan b) sel theront setelah kontak dengan bentuk yang relatif bulat Terdapat perbedaan morfologi sebelum dan sesaat setelah sel theront melakukan kontak dengan faktor dari inang seperti mukus dan serum (Nielsen dan Buchmann 2000). Perubahan tersebut adalah beralihnya bentuk lancip, pyriform,
menjadi lebih bulat, spherical. Contoh perubahan bentuk yang teramati setelah sel theront mengalami kontak dengan plasma ikan dapat dilihat pada Gambar 3.
I. multifiliis biasanya tidak tersebar merata pada permukaan tubuh ikan, kecuali pada serangan yang parah. Parasit ini hanya terdeteksi pada permukaan punggung, sirip, dan beberapa bagian di kepala ikan. Selain sirip dan kulit, insang adalah bagian yang penting dalam serangan parasit. Adanya pergantian volume air dan sedikitnya mukus yang melindunginya, menjadikan organ ini berpeluang besar untuk penempelan parasit pada stadia infektif (Dickerson 2006). Tingkat keberhasilan sel theront dalam menginfeksi insang hanya 50% dari total populasi sel theront (Ewing et al. 1986).
Sel theront memiliki setidaknya 6 pola yang berbeda dalam mencari dan menemukan inangnya, dimana 4 pola diantaranya sangat dipengaruhi oleh komponen yang ada pada kulit ikan. Pola-pola tersebut diantaranya “berhenti dan