NUR ARIFIN
SEKOLAH PASCASARJANA INSTITUT PERTANIAN BOGOR
BOGOR 2013
Saran
Penelitian kultur jaringan durian melalui jalur embriogenesis somatik dengan eksplan embrio zigotik muda perlu dilanjutkan untuk mendapatkan prosedur yang lengkap hingga didapatkan planlet untuk perbanyakan batang bawah. Penggunaan eksplan dasar bunga juga perlu diteliti lebih lanjut diperoleh planlet untuk mendapatkan bibit durian dengan sifat sama dengan induknya (true to type) dan membuka peluang penerapan bioteknologi durian.
DAFTAR PUSTAKA
Aladele SE, Okere AU, Jamaldinne E, Lyam PT, Fajimi O, Adegeye A, Zayas CM. 2012. The science of plant tissue culture as a catalyst for agricultural and industrial development in an emerging economy. In: Leva A, Rinaldi LMR, editors. Recent Advances in Plant in vitro Culture. Rijeka (HR): Intech.
Ara H, Jaiswal U, Jaiswal VS. 2005. Mango (Mangifera indica L.). In: Jain SM, Gupta PK, editors. Protocol for Somatic Embryogenesis in Woody Plants. Dordrecht (NL): Springer.
Arteca RN. 1996. Plant Growth Substances, Principles and Applications. New York (US): Chapman & Hall.
Bandyopadhyay TK, Paul S, Dam A, Bhattacharyya A. 2011. An efficient regeneration system via direct and indirect somatic embryogenesis for the medicinal tree Murraya koenigii. Plant Cell Tiss. Organ Cult.105: 271-283. Beena, M. R. 2003. In vitro propagation of the rare medicinal plant Ceropegia
candelabrum L. through somatic embryogenesis. In vitro Cell. Dev. Biol. - Plant. 39:510-513.
Bhattacharya S, Bandopadhyay TK, Ghosh PD. 2010. Somatic embryogenesis in Cymbopogon pendulus and evaluation of clonal fidelity of regenerants using ISSR marker. Sci. Horticulturae. 123:505-513.
Bhojwani SS, Razdan MK. 1996. Plant Tissue Culture: Theory and Practice, a Revised Edition. Amsterdam (NL): Elsevier.
[BPS] Badan Pusat Statistik (ID). 2013. Produksi Buah-buahan Indonesia [internet]. [diunduh 2013 Jan 28]. Tersedia pada : http://www.bps.go.id/tab_sub/view. php?kat=3&Tabel=1&daftar=1&id_subyek=55¬ab=4.
Brown MJ. 1997. Durio - A Bibliographic Review. New Delhi (IN): IPGRI Office for South Asia.
Chartisathian J, Sunthranon S, Hirunpradit H. 2001. Induction of embryogenic callus in durian via tissue culture. Thai Agricultural Research J. 19(1):32-43. Chaturvedi R, Razdan MK, Bhojwani SS. 2003. An efficient protocol for the
production of triploid plants from endosperm callus of neem, Azadirachta indica A. Juss. J. Plant Physiol. 160:557-564.
Chin ST, Nazimah SAH, Quek SY, Che Man YB, Abdul Rahman R, Mat Hashim D. 2007. Analysis of volatile compounds from Malaysian durians (Durio zibethinus) using headspace SPME coupled to fast GC-MS. J. Food Compos. Anal. 20:31-44.
Davies PJ, editor. 2004. Plant Hormones: Biosynthesis, Signal Transduction, Actions!. Dordrecth: Kluwer Academic Pr.
Dirjen Hortikultura Deptan (ID). 2013a. Perkembangan volume impor buah [internet]. [diunduh 2013 Jan 28]. Tersedia pada: http://hortikultura.deptan. go.id/?q=node/427.
Dirjen Hortikultura Deptan (ID). 2013b. Perkembangan nilai impor buah. [internet]. [diunduh 2013 Jan 28]. Tersedia pada: http://hortikultura.deptan. go.id/?q=node/428.
Dirjen Hortikultura Deptan (ID). 2013c. Perkembangan nilai ekspor buah. [internet]. [diunduh 2013 Jan 28]. Tersedia pada: http://hortikultura.deptan. go.id/?q=node/426.
Etienne H. 2005. Somatic embryogenesis protocol: Coffee (Coffea arabica L. and C. canephora P). In: Jain SM, Gupta PK, editors. Protocol for Somatic Embryogenesis in Woody Plants. Dordrecht (NL): Springer.
Figuera A, Laurence A. 2005. Theobroma cacao Cacao. In: Litz RE (ed.). Biotechnology of Fruit and Nut Crops. New York (US): CABI.
George ST, Pillai KR, Lim KH, Tham S, Mohamed ZA. 1994. Recent developments in assisted cross-pollination to enhance yield of durian clone D24. In: Osman M, Mohamed ZA, Osman MS (Eds) Recent Development in Durian Cultivation. Serdang (MY):MARDI.
Gmitter FG, Ling XB, Deng XX. 1990. Induction of triploid plants from endosperm calli in vitro. Theor Appl Genet. 80:785-790.
Handro W, Floh EIS. 2001. Neo formation of flower buds and other morphogenetic responses in tissue cultures of Melia azedarach. Plant Cell Tiss. Organ Cult. 64:73-76.
Hartmann HT, Kester DE, Davis-Jr FT. 1990. Plant Propagation Principles and Practices. New Jersey (US): Prentice Hall Inc.
Ibaraki Y, Kurata K. 2001. Automation of somatic embryo production [review]. Plant Cell, Tiss. Organ Cult. 65: 179-199.
Indrianto A, Bors EH, Touraev A. 1999. Assessment of various stresses and carbohydrates for their effect on the induction of embryogenesis in isolated wheat microspores. Plant Sci. 143(1):71-79.
ITIS (Integrated Taxonomic Information System). 2013. Durio zibethinus Murray, Taxonomic Serial No.: 506099 [internet]. [diunduh 2013 Mar 21]. Tersedia pada: http://www.itis.gov/servlet/SingleRpt/SingleRpt?search_topic=TSN& search_value=506099
Jimenez VM. 2005. Involvement of plant hormones and plant growth regulators on in vitro somatic embryogenesis [review]. Plant Growth Regul. 47:91-110.
Johri BM, Srivastava PS. 1972. In vitro growth response of mature endosperm of Ricinus communis L. In: Murty YS, Johri BM, Mohan Ram HY, Varghese TM editors. Advances in plant morphology. (Prof. Puri V Comm. Vol.). Meerut (IN): Sarita Prakashan.
Kahl G. 1983. Wound repair and tumor induction in higher plants. In: Akazawa T, Imasei H, editors. The New Frontiers in Plant Biochemistry. The Hague and Tokyo (JP): Martinus Nijhoff/Dr. Junk W. and Japanese Science Society Pr. Karami O. 2008. Induction of embryogenic callus and plant regeneration in
Konieczny R, Tuleja M, Pilarska M, Salaj T, Ilnicki T. 2010. Somatic embryogenesis and plant regeneration in zygotic embryos of Trifolium nigrescens (Viv.). Plant Cell, Tiss. Organ Cult. 100:123-130
Kopertekh LG, Butenko RG. 1995. Naturally occurring phytohormones in wheat explants as related to wheat morphogenesis in vitro. Russ. J. Plant Physiol. 42: 488-491.
Lin GZ, Zhao XM, Hong KS, Lian YJ. 2011. Somatic embryogenesis and shoot organogenesis in the medicinal plant Pulsatilla koreana Nakai. Plant Cell Tiss. Organ Cult. 106(1):93-103.
Lo KH. 1997. Factors affecting shoot organogenesis in leaf disc culture of African violet. Scientia Horticulturae. 72: 49-57.
Loyola-Vargas V M, Vázquez-Flota F. 2006. An introduction to plant cell culture. In: Loyola-Vargas VM and Vázquez-Flota F, editors. Plant Cell Culture Protocols. Methods In Molecular Biology vol 318. New Jersey (US): Humana Pr.
Luo P, Lan Z, Deng J, Wang Z. 2000. Application of in vitro organ culture in wide-cross breeding of rapeseed. Euphytica. 114:217-221.
Maiti RK, Satya P, Rajkumar D, Ramaswamy A. 2012. Crop Plant Anatomy. London (UK): CABI.
Bhatia P, Ashwath N, Midmore DJ. 2005. Effects of genotype, explant orientation, and wounding on shoot regeneration in tomato. In vitro Cell. Dev. Biol. - Plant. 41:457-464.
Maximova SN, Young A, Pishak S, Miller C, Traore A, Guiltinan MJ. 2005. Integrated system for propagation of Theobroma cacao L. In: Jain SM, Gupta PK, editors. Protocol for Somatic Embryogenesis in Woody Plants. Dordrecht (NL): Springer.
Maximova SN, Alemanno L, Young A, Ferriere N, Traore A,. Guiltinan MJ. 2002. Efficiency, genotypic variability, and cellular origin of primary and secondary somatic embryogenesis of Theobroma cacao L. In vitro Cell. Dev. Biol. - Plant 38:252-259.
Miyashita T, Ohashi T, Shibata F, Araki H, Hoshino Y. 2009. Plant regeneration with maintenance of the endosperm ploidy level by endosperm culture in Lonicera caerulea var. emphyllocalyx. Plant Cell Tiss. Organ Cult. 98:291- 301.
Molina DM, Aponte ME, Cortina H, Moreno G. 2002. The effect of genotype and explant age on somatic embryogenesis of coffee. Plant Cell Tiss. Organ Cult.71: 117-123.
Mujib A, Banerjee S, Ghosh PD. 2005. Origin, development and structure of somatic embryos in selected Bulbous ornamentals: BAP as inducer. In: Mujib A, Samaj J, editors. Plant Cell Monograph (2): Somatic Embryogenesis. Berlin (DE): Springer.
Murashige T, Skoog F (1962) A revised medium for rapid growth and bioassay with tobacco cultures. Physiol. Plant. 15:473-479.
Nadgauda RS, Gogate SS. 2005. Cashew (Anacardium occidentale L.). In: Jain SM, Gupta PK, editors. Protocol for Somatic Embryogenesis in Woody Plants. Dordrecht (NL): Springer.
Namasivayam P. 2007. Acquisition of embryogenic competence during somatic embryogenesis [review]. Plant Cell Tiss. Organ Cult. 90:1-8.
Nanthachay S 1994. Introduction. In: Nanthachay S, editor. Durian. Kuala Lumpur (MY): ASEAN Food Handling Bureau.
Nanthachay S, Sapii AT. 1994. Fruit Growth and Development. In: Nanthachay S, editor. Durian. Kuala Lumpur (MY): ASEAN Food Handling Bureau.
Neibaur I, Gallo M, Altpeter F. 2008. The effect of auxin type and cytokinin concentration on callus induction and plant regeneration frequency from immature inflorescence segments of seashore paspalum (Paspalum vaginatum Swartz). In vitro Cell. Dev. Biol.- Plant. 44:480-486.
Neumann KH, Kumar A, Imani J. 2009. Plant Cell and Tissue Culture - A Tool in Biotechnology. Berlin (DE): Springer.
Ogawa K, Abdullah AM, Awang M, Furukawa A. 2007. Relationship between fruit growth and peduncle cross-sectional area in durian (Durio zibethinus Murray). Ecol. Model. 200: 254-258.
Paola MLD, Fossi D, Tognon PF, Nutironchi V. 1987. Adventitous bud induction in vitro from juvenile leaves of Cupressus arizonica Green. Plant Cell Tiss. Organ Cult. 10:3-10.
Pareek A, Kothari SL. 2003. Direct somatic embryogenesis and plant regeneration from leaf cultures of ornamental species of Dianthus. Scientia Horticulturae 98(4):449-459.
Perez-Frances JF, Valdes F, Martin R. 1995. Callus induction and culture from explants of Erysimum scoparium in a growth regulator free medium. Plant Cell Tiss. Organ Cult. 43:223-228.
Purnamaningsih R. 2002. Regenerasi tanaman melalui embriogenesis somatik dan beberapa gen yang mengendalikannya [ulas balik]. Bulletin AgroBio. 5(2):51- 58.
Pusparani R. 2011. Induksi embrio somatik durian (Durio zibethinus) pada beberapa media yang dilengkapi dengan auksin dan sitokinin [skripsi]. Bogor (ID): Institut Pertanian Bogor.
Rodriguez P, Manich A, Claparols I, Santos M. A. 1997. Embryogenesis induction in petals of Araujia sericifera. Plant Cell Tiss. Organ Cult. 51:95- 102.
Rose RJ, Mantiri FR, Kurdyukov S, Chen S-K, Wang X-D, Nolan KE, Sheahan MB. 2010. Developmental biology of somatic embryogenesis. In: Pua EC, Davey MR, editors. Plant Developmental Biology-Biotechnological Perspectives: Volume 2. Berlin (DE): Springer.
Roy SK, Debnath RK. 2005. somatic embryogenesis in jackfruit (Artocarpus heterophyllus Lam.). In: Jain SM, Gupta PK, editors. Protocol for Somatic Embryogenesis in Woody Plants. Dordrecht (NL): Springer.
Saad AIM, Elshahed AM. 2012. Plant tissue culture media. In: Leva A, Rinaldi LMR, editors. Recent Advances in Plant in vitro Culture. Rijeka (HR): Intech. Sharp WR, Sondahl MR, Caldas LS, Maraffa SB. 1980. The physiology of in
vitro asexual embryogenesis. In Janick J, editor. Horticultural Review Vol 2. Connecticut (US): AVI.
Singh ND, Sahoo L, Sarin NB, Jaiwal PK. 2003. The effect of TDZ on organogenesis and somatic embryogenesis in pigeonpea (Cajanus cajan L. Millsp). Plant Sci. 164:341-347.
Siqueira SS, Ault JR. 2008. Morphogenetic Response of Lilium michiganense to four auxin-type plant growth regulators in vitro. Hort. Science. 43(6): 1922- 1924.
Sreekumari MT, Jos JS, Nair SG. 1999. „Sree Harsha‟: a superior triploid hybrid in cassava. Euphytica. 106: 1-6.
Subhadrabandhu S, Ketsa S. 2001. Durian: King of Tropical Fruit. New York (US): CABI.
Sun DQ, Guo QG, Lu XH, Mo YW, Liang GL, Xie JH. 2011. Production of triploid plants of papaya by endosperm culture. Plant Cell Tiss. Organ Cult. 104:23-29.
Texeiera LR, Braccini AL, Churata BGM, Vieira ESN, Martins PK, Schuster I. 2011. Evaluation of soybean cultivars on the embryogenic and organogenic potential. Actasciagron. 33(1):67-74.
Thomas C, Jiménez VM. 2005. Mode of action of plant hormones and plant growth regulators during induction of somatic embryogenesis: molecular aspects In: Mujib A, Samaj J, editors. Plant Cell Monograph (2): Somatic Embryogenesis. Berlin (DE): Springer.
Thomas TD, Chaturvedi R. 2008. Endosperm culture: a novel method for triploid plant production [review]. Plant Cell Tiss. Organ Cult. 93:1-14.
Tim Inisiator Revolusi Oranye IPB. 2013. Revolusi Oranye: Revolusi Kebijakan, Pengembangan, Kelembagaan dan Penetrasi Pasar Buah Nusantara. Bogor (ID): IPB Pr.
Trigiano RN. 2011. Shoot organogenesis and plant regeneration in Pityopsis ruthii. Plant Cell Tiss. Organ Cult. 106:513-516.
Uma S, Lakshmi S, Saraswathi MS, Akbar A, Mustaffa MM. 2012. Plant regeneration through somatic embryogenesis from immature and mature zygotic embryos of Musa acuminata ssp. Burmannica. InVitro Cell. Dev. Biol. - Plant. 48:539-545.
[USDA] United States Departmen of Agriculture, ARS, National Genetic Resources Program. Germplasm Resources Information Network - (GRIN) (US) [Online Database]. [diunduh 2013 Jan 28]. National Germplasm Resources Laboratory, Beltsville, Maryland. URL: http://www.ars- grin.gov/cgi-bin/npgs/html/genus.pl?4046 .
Van Staden J, Zazimalova E, George EF. 2008. Plant growth regulators II: cytokinins, their analogues and antagonists. In: George EF, Hall MA, De Klerk G-J, editors. 2008. Plant Propagation by Tissue Culture 3rd Edition Volume 1. The Background. Dordrecht (NL): Springer.
Yeon J, Neil S, Byoung SM, Jeong R, Cupertino O, Bay H, Among IE. 2011. Efficiency of shoot regeneration from leaf, stem, petiole and petal explants of six cultivars of Chrysanthemum morifolium. Plant Cell Tiss. Organ Cult. 107:295-304.
Yildiz M. 2012. The prerequisite of the success in plant tissue culture: high frequency shoot regeneration. In: Leva A, Rinaldi LMR, editors. Recent Advances in Plant in vitro Culture. Rijeka (HR): Intech.
Zappala J, Zappala A. 1994. Durian cultivation in Australia. In: Nanthachay S, editor. Durian. Kuala Lumpur (MY): ASEAN Food Handling Bureau.
Zhao P, Wang W, Wu F, Yang Z, Wang W. 2007. High-frequency shoot regeneration through transverse thin cell layer culture in Dendrobium candidum Wall Ex Lindl. Plant Cell, Tiss. Organ Cult. 90:131-139.
Lampiran 1. Prosedur penyiapan preparat parafin untuk analisis histologi kalus durian
Analisis Histologi
Untuk melihat karakter kalus yang dihasilkan dalam kultur jaringan durian dilakukan studi histologi melalui pembuatan preparat dengan metode parafin. Langkah-langkah yang dilakukan adalah sebagai berikut:
Fiksasi
Sampel kalus difiksasi dalam larutan Boulin selama 24 jam. Sampel kemudian dipindahkan dan disimpan dalam alkohol 70 % sampai proses selanjutnya. Tujuan dari fiksasi adalah untuk menghentikan proses-proses metabolisme jaringan dengan cepat (pengawetan) dan mencegah autolisis.
Dehidrasi
Sampel dipotong kecil dan didehidrasi dalam seri larutan alkohol dengan konsentrasi bertingkat (80%, 90%, dan 95%), masing-masing selama 24 jam. Setelah itu, sampel dimasukkan dalam alkohol 100% (Absolut I, II, dan III), masing-masing selama 24 jam. Tujuan dehidrasi adalah untuk menarik air dari dalam jaringan dengan menggunakan bahan-bahan kimia tertentu seperti alkohol.
Penjernihan
Sampel dijernihkan dalam silol ( silol I, II, dan III), masing-masing selama 1 jam. Tujuan penjernihan adalah untuk menggantikan tempat alkohol dalam jaringan yang telah mengalami proses dehidrasi, sehingga sebagian besar jaringan akan menjadi jernih dan transparan.
Penanaman jaringan (Embedding)
Sampel ditanam dalam parafin cair yang terdiri atas parafin I, II, dan III, masing-masing selama 1 jam dalam oven dengan suhu 65oC. Proses ini merupakan suatu usaha memasukkan media penanaman dalam jaringan dengan jalan menggantikan kedudukan bahan penjernih. Sampel kemudian dimasukkan dalam cetakan yang berisi parafin cair. Setelah beku, sampel direndam dalam air biasa, lalu diangkat untuk disimpan dalam lemari es selama 24 jam. Blok parafin yang sudah dicetak dilepaskan dari cetakannya, kemudian dipotong berbentuk segi empat. Blok paraffin tersebut ditempel pada potongan kayu kecil berbentuk persegi dengan cara dilelehkan sedikit pada bagian bawahnya. Proses penanaman jaringan dalam blok parafin bertujuan untuk memudahkan proses penyayatan dengan bantuan mikrotom.
Pemotongan
Blok paraffin dipotong melintang pada ketebalan 5 µ m menggunakan mikrotom, lalu sayatan diletakkan di atas gelas objek. Preparat disimpan dalam inkubator selama 24 jam.
Pewarnaan
Setelah dilakukan proses deparafinisasi dan rehidrasi, sediaan kemudian diwarnai dengan Alcian Blue (AB).
Pengamatan mikroskopis
NUR ARIFIN. Induksi Kalus Embriogenik dan Embrio Somatik Durian (Durio zibethinus Murr.) pada Berbagai Komposisi Media. Dibimbing oleh DARDA EFENDI, DEWI SUKMA dan RAGAPADMI PURNAMANINGSIH.
Durian merupakan komoditas hortikultura yang disukai banyak orang dan mempunyai nilai ekonomi yang tinggi. Agribisnis durian di Indonesia masih tertinggal dari negara tetangga seperti Thailand dan Malaysia, padahal Indonesia mempunyai potensi lahan, iklim, dan sumberdaya genetik durian yang lebih baik daripada kedua negara tersebut. Kultur jaringan durian dapat dijadikan terobosan dalam perbaikan genetik untuk menghasilkan varietas unggul durian dan perbanyakan massal bibit durian guna menunjang perbaikan agribisnis durian di Indonesia. Walaupun demikian penelitian tentang kultur jaringan durian sampai sekarang masih sangat terbatas. Tujuan penelitian ini adalah untuk mendapatkan kombinasi jenis eksplan, media, dan zat pengatur tumbuh (ZPT) terbaik dalam induksi kalus dan induksi embrio somatik pada kultur jaringan durian.
Penelitian dilakukan dalam 2 percobaan berkelanjutan. Percobaan pertama adalah induksi kalus dari 4 macam eksplan dan percobaan kedua adalah induksi embriogenesis somatik dari kalus yang diperoleh dari percobaan pertama. Jenis eksplan yang digunakan pada percobaan induksi kalus adalah dasar bunga, petal, endosperm dan embrio zigotik muda durian. Percobaan induksi kalus dengan eksplan dasar bunga dan petal menggunakan Rancangan Acak Kelompok Faktorial 2 faktor. Faktor pertama adalah genotipe durian, yaitu aksesi Dramaga, varietas Matahari dan varietas Simas; dan faktor kedua adalah 14 komposisi media yang tersusun atas 2 jenis media dasar (MS dan B5) dan 7 taraf ZPT (tanpa ZPT; NAA 2, 4, 6 ppm; dan pikloram 2, 4, 6 ppm). Percobaan induksi kalus dengan eksplan endosperm dan embrio zigotik muda menggunakan 1 genotipe yaitu Otong. Percobaan pada eksplan endosperm disusun sebagai percobaan dua faktor yaitu perlakuan benziladenin (BA) 0 dan 1 ppm dan tidiazuron (TDZ) 0.0, 0.01, 0.05, 0.5 ppm pada media dasar MS + vitamin media B5 yang dilengkapi dengan glutamina 100 ppm, asparagina 100 ppm, kasein hidrolisat 500 ppm, dan pikloram 0.5 ppm. Perlakuan pada induksi kalus dari eksplan embrio zigotik muda adalah pemberian pikloram 5, 10, 15, dan 20 ppm pada media dasar MS. Percobaan kedua adalah induksi embriogenesis somatik kalus yang didapat dari eksplan petal pada percobaan pertama dengan perlakuan konsentrasi BA 0.0, 0.3, 0.5, 1.0, dan 2.0 ppm pada media dasar MS dengan vitamin media B5 yang dilengkapi dengan glutamina 100 ppm, asparagina 100 ppm, kasein hidrolisat 500 ppm, dan pikloram 0.5 ppm.
Komposisi media terbaik pada induksi kalus dari eksplan dasar bunga adalah media dasar B5 dengan tambahan NAA 2 ppm, sedangkan komposisi media terbaik pada induksi kalus dari eksplan petal adalah media dasar B5 dengan tambahan pikloram 2 ppm. Dari variabel persentase eksplan berkalus dan kecepatan munculnya kalus pada eksplan dasar bunga dan eksplan petal didapat kecenderungan genotipe Matahari lebih responsif daripada varietas Simas dan aksesi Dramaga.
kemunculannya merupakan kalus remah berair (kalus tipe 3) yang sel-selnya mudah dipisahkan satu sama lain. Dalam satu sampai dua minggu setelah tumbuh kalus, kalus remah berair tersebut berubah menjadi kalus kompak berwarna putih keruh sampai agak kekuningan (kalus tipe 1) atau kalus kompak berwarna putih bersih (kalus tipe 2). Ketiga tipe kalus tersebut, dari pengamatan morfologi dan histologi diduga bukan kalus embriogenik. Tipe kalus yang tumbuh dari eksplan petal sejak awal waktu munculnya merupakan kalus tipe 1 dan kalus tipe 2. Seluruh kalus dari eksplan endosperm adalah kalus tipe 1.
Embrio somatik tahap globular telah diperoleh dari eksplan embrio zigotik muda berukuran 6 mm yang dikulturkan pada media dasar MS + pikloram 15 ppm mulai 18 hari setelah tanam (HST). Semua kalus yang tumbuh dari eksplan embrio zigotik muda selain perlakuan tersebut merupakan kalus tipe 2.
Perlakuan konsentrasi BA 0.0, 0.3, 0.5, 1.0, dan 2.0 ppm pada media dasar MS dengan vitamin media B5 yang dilengkapi dengan glutamina 100 ppm, asparagina 100 ppm, kasein hidrolisat 500 ppm, dan pikloram 0.5 ppm tidak berpengaruh nyata pada semua variabel pengamatan percobaan 2. Kalus tipe 1 asal eksplan petal genotipe Simas yang ditanam pada percobaan 2 ini tidak membentuk embrio somatik maupun kalus yang bersifat embriogenik.
Kata kunci : dasar bunga, embrio zigotik muda, endosperm, kalus embriogenik, petal
NUR ARIFIN. Induction of Embryogenic Callus and Somatic Embryo of Durian (Durio zibethinus Murr.) on Various Media Composition. Supervised by DARDA EFENDI, DEWI SUKMA and RAGAPADMI PURNAMANINGSIH.
Durian is a valuable tropical fruit. Durian agribusiness in Indonesia is still lags behind neighboring countries such as Thailand and Malaysia, whereas genetic, land and climatic resources for durian in Indonesia are better than those of other countries. Durian tissue culture can be applied for durian genetic improvement and mass propagation of elite varieties which finally can promote durian agribusiness in Indonesia. However, researches on durian tissue culture are still very limited. The objective of this study is to obtain the suitable type of explants, media, and plant growth regulator in embrogenic callus and somatic embryo induction of durian.
The study was conducted in 2 successive trials. The first experiment was callus induction and the second trial was somatic embryogenesis induction of callus obtained from the first experiment. There were 4 type of explants used on callus induction experiment, namely flower receptacle, petal, endosperm and immature zygotic embryo of durian. Callus induction from flower receptacle and petal explants were arranged as a factorial two factors experiment. The first factor was durian genotype, namely Dramaga, Matahari and Simas, and the seond factor was 14 media composition which were composed of two types of basal media (MS and B5) and 7 level of plant growth regulator (PGR ), i.e., without PGR, 2, 4, 6 ppm of NAA and 2, 4, 6 ppm of picloram. Callus induction with endosperm and immature zygotic embryo explants using 1 genotype, viz. Otong. Experiments on endosperm explant was arranged as a factorial two factors experiment, that is benziladenin (BA) treatment (0 and 1 ppm) and thidiazuron (TDZ) treatment (0.0, 0:01, 0:05, 0.5 ppm) in the MS basal medium + B5 media vitamin with 100 ppm glutamine, 100 ppm asparagine, 500 ppm casein hydrolysate, and 0.5 ppm picloram. The treatments on callus induction from immature zygotic embryo explant were 5, 10, 15, and 20 ppm of picloram on MS basal medium. The second experiment was the induction of somatic embryogenesis of petal explants derived calluses by treatment with 0.0, 0.3, 0.5, 1.0, and 2.0 ppm BA on MS basal medium with B5 vitamin, 100 ppm glutamine, 100 ppm asparagine, 500 ppm casein hydrolysate, and 0.5 ppm picloram.
The best medium composition on callus induction from flower receptacle explant was B5 basal medium with addition 2 ppm of NAA. The best one for petal explant was B5 basal medium with addition 2 ppm of picloram. Based on the result of percentage of explant producing calluses and callus emergence rate on petal and flower receptacle explants, it was indicated that Matahari variety was more responsive than Dramaga accession and Simas variety.
The type of calluses derived from flower receptacle explant at the beginning