Aspek Diagnosis dan Patogenesis Isolat Lokal Canine Parvovirus (RIVS 57)

ASPEK DIAGNOSIS DAN PATOGENESIS ISOLAT LOKAL

CANINE PARVOVIRUS (RIVS 57)

KETUT KARUNI NYANAKUMARI NATIH

SEKOLAH PASCASARJANA

INSTITUT PERTANIAN BOGOR

ABSTRAK

KETUT KARUNI NYANAKUMARI NATIH. Aspek Diagnosis dan Patogenesis Isolat Lokal Canine Parvovirus (RNS 57). Dibimbing oleh SETYO WIDODO, BAMBANG JOENIMAN dan MDRAWATI SENDOW.

Canine Parvovirus (CPV) merupakan virus DNA (deoksiribo nucleic acid)

terkecil yang berselubung dengan rantai tunggal sebagai penyebab enteritis dan

miokarditis pada anjing. Virus ini masuk dalam famili Parvoviridae genus

parvovirus. Penelitian ini bertujuan untuk mengamati gejala klinis, kemunculan titer antibodi dan mempelajari kejadian ekskresi virus dalam feses setelah dilakukan inokulasi isolat lokal CPV (RIVS 57). Enarn (6) ekor anjing lokal sehat klinis

berumur 2 bulan dan nihil titer antibodi terhadap CPV dipergunakan dalam penelitian

ini. Dosis CPV (RIVS 57) sebesar 1 0 ' ~ ~ TCIDso

Iml

diinokulasikan per oral pada 2

ekor

anak

anjing dan per infravena pada 4 ekor sisanya.

Hasil penelitian menunjukkan peningkatan suhu tubuh dan penurunan jumlah leukosit (21,26%) disertai p e n m a n jumlah absolut sel lirnfosit (34,89%) dan neutrofil (14,35%) lebih nyata pada aplikasi oral dibandingkan dengan aplikasi

intravena dan telah memunculkan titer antibodi pada 24 jam pertama. Kemunculan

antibodi pada aplikasi oral lebih responsif namun dengan titer rendah sebelurn hari

ke-3 dan mulai protektif pada hari ke-4 dengan puncaknya pada

hari

_{ke-10 (GMT =}

8192 HIU) dibanding aplikasi intravena dengan titer tinggi pada hari ke-3 dan protektif

hari

_{ke-5. Puncak titer antibodi pada aplikasi oral lebih tinggi dibanding}

pada aplikasi intravena.

.

Virus parvo anjing baik pada aplikasi oral maupun infravena tidak berhasil

diisolasi dari feses dengan menggunakan jaringan FK dan uji HA selama penelitian

berlangsung.

SURAT PERNYATAAN

Saya menyatakan dengan sebenar-benarnya bahwa segala pernyataan

dalam

tesis saya

yang berjudul:

ASPEK DIAGNOSIS DAN PATOGENESIS ISOLAT LOKAL CANINE PARVOVIRUS (RIVS 57)

merupakan gagasan atau hasil penelitian tesis saya sendiri, dengan pembimbingan Komisi Pembimbing, kecuali yang dengan jelas ditunjukan rujukannya. Tesis ini belum pernah diajukan untuk memperoleh gelar pada program sejenis di perguruan tinggi lain.

Semua data dan informasi yang digunakan telah dinyatakan secara jelas

dan

dapat

diperiksa kebenarannya.

Bogor, Pebruari 2005

ASPEK DIAGNOSIS DAN PATOGENESIS ISOLAT LOKAL

CANINE PARVOVIRUS (RIVS

57)

KETUT KARUNI

NYANAKUMARI

NATIH

Tesis

sebagai salah satu syarat untuk memperoleh gelar

Magister Sains pada s

Program Studi Sains Veteriner

SEKOLAH PASCASARJANA

INSTITUT PERTANLAN BOGOR

Judul Tesis : Aspek Diagnosis dan Patogenesis Isolat Lokal Canine

Parvovirus (RIVS 57)

Nama : Ketut Karuni Nyanakumari Natih

N ~ P : 99752

Program Studi : Sains Veteriner

Disetuj ui Komisi Pembimbing

Drh. Bambann Joeniman, MS Anggota

Dr

Drh. Se o Widodo

7 b E -

~rhhndrawati Sendow, MSc.

Anggota

Diketahui

Ketua Program Studi Sains Veteriner Dekan Sekolah Pascasarjana

!-

Prof. Dr. Ir. Sjafiida Manuwoto, MSc.

RIWAYAT

HIDUP

Penulis dilahirkan di Singaraja, Bali pada tanggal 21 Desember 1967 dari ayah Drs. I Ketut N. Natih, M. Hum. dan ibu Ketut Geniki. Penulis merupakan putri ke-empat dari enam bersaudara.

Tahun 1981 penulis lulus dari SD St. Fransiskus 111 Jakarta. Tahun 1984 penulis lulus dari SMP St. Fransiskus I1 Jakarta. Tahun 1987 penulis lulus dari SMA Negeri 21 Jakarta dan pada tahun yang sama lulus seleksi masuk IPB melalui jalur

Penelusuran Minat dan Bakat (PMDK). Pada tahun 1988 penulis memilih masuk

Fakultas Kedokteran Hewan, tahun 1992 penulis lulus Sarjana Kedokteran Hewan dan pada tahun 1993 penulis lulus sebagai Dokter Hewan.

PRAKATA

Dengan selesainya karya ilmiah ini, penulis mengucapkan angayubhagia

(bersyukur) kepada

Ida

Sang Hyang Widi Wasat

Tuhan

Yang Maha

Esa

atas segala

berkahNya yang termulia, yang dilimpahkan kepada penulis. Penelitian ini penulis laksanakan sejak Mei 2004 sampai Oktober 2004, dengan tema isolat lokal Canine Parvovirus. Judul karya ilmiah ini adalah Aspek Diagnosis dan Patogenesis Isolat Lokal Canine Parvovirus.

Dalam kesempatan ini penulis mengucapkan terima kasih kepada Dr. Drh. Setyo Widodo, Drh. Bambang Joeniman MS, Drh. Indrawati Sendow; MSc selaku

komisi pembirnbing atas segala bimbingannya; Dr. Drh. Danninto dan Dr. Drh

R.

M.

Abdul Adjid selaku Kepala Balai Penelitian Veteriner (Balitvet) Bogor serta Drh. Dewa Made Ngurah Dhanna, MSc., Ph.D. selaku Kepala Balai Besar Pengujian Mutu dan Sertifikasi Obat Hewan (BBPMSOH) yang telah memberikan kesempatan untuk menyelesaikan karya ilmiah ini. Terimakasih penulis sampaikan kepada Kepala Bagian, Staf dan teknisi di bagian virologi Balitvet dan Drh. Ida Lestari Soedijar, MSc. beserta staf unit uji virologi BBPMSOH atas dukungan dan surnbang sarannya. Disarnping itu ucapan terimakasih penulis sampaikan kepada Drh. A. Maizir, Drh. Gatot Mudiarto, Heri Hoerudin dan Ipat Hikrnatul Isro atas bantuannya selama

pengambilan sampel dan pengurnpulan data. Yang tercinta suami (AKP I Nengah

Ganti, SH) dan anak (Putu Gayatridevi GK Natih) yang memberi semangat

dan

motivasi, orangtua dan seluruh keluarga atas segala dukungan, hoa

dan

_kasih

sayangnya. Tak lupa kepada ternan-teman yang tidak dapat disebutkan narnanya satu persatu yang telah mendukung selama penelitian sampai selesainya tesis ini.

Semoga karya ilmiah ini bermanfaat.

Bogor, Pebruari 2005

DAFTAR IS1

Halaman

DAFTAR TABEL

...

vii

DAFTAR BAGAN

...

viii

DAFTAR GAMBAR

...

ix

DAFTAR GRAFIK

...

x

DAFTAR LAMPIRAN

...

xi

PENDAI-IITLUAN

...

1

Latar Belakang

...

1

Tujuan dan Manfaat Penelitian

...

2

Hipotesa Penelitian

...

3

TMJAUAN PUSTAKA

...

Canine Parvovirus (CPV)

...

1

.

Etiologi

...

2

.

Sifat Fisika dan Kimia

...

3

.

Sifat Biologis

...

4

.

Induk Semang

...

5

.

Sifat Antigen

...

6

.

Strain Canine Parvovirus

...

7

.

Penularan Canine Parvovirus

...

Patogenesa Canine Parvovirus

...

Diagnosis Canine Parvovirus

.

.

...

1

.

Gejala Klims

...

a

.

Tipe Miokarditis

...

b

.

Tipe Enteritis

...

2

.

Pemeriksaan Serologis

...

a

.

Uji Serum Netralisasi (SN)

...

...

b

.

Uji Hambatan Hemaglutinasi (HI)

c

.

Uji Antibodi Floresen

...

d

.

Enzirn Linked Immunosorbent Assay (Elisa)

...

3

.

Pemeriksaan Virologis

...

...

a

.

Mikroskop Elektron (ME)

b

.

Uji Hemaglutinasi

(HA)

...

c

.

Enzim Linked Irnmunosorbent Assay (Elisa)

...

d

.

Polymerase Chain Reaction (PCR)

...

4

.

Pemeriksaan Histopatologi

...

...

MATERI DAN METODA PENELITIAN

...

Tempat Penelitian

...

Materi Penelitian

1

.

Hewan Percobaan

...

...

2

.

Isolat lokal CPV

3

.

Sel Darah Merah Babi

...

...

Metode Penelitian

1

.

Isolat Lokal (RIVS 57)

...

a

.

Propagasi Biakan Jaringan Ginjal Kucing (Feline Kidney=FK)

..

b

.

Propagasi Isolat Lokal CPV (RIVS 57)

. .

...

c

.

Uji Kandungan Virus

...

2

.

Inokulasi Isolat Lokal CPV (RIVS 57)

...

3

.

Pengambilan Sampel

...

a

.

Darah (dengan EDTA)

...

b

.

Serum

...

...

.

c Feses

4

.

Uji Laboratoris

...

a

.

Penghitungan Jumlah Sel Darah Putih (Leukosit) Total

...

b

.

Preparat Ulas Darah Untuk Diferensiasi Leukosit

...

c

.

Uji Hambatan Aglutinasi

(HI)

...

d

.

Isolasi CPV

dari

Feses pada Biakan Jaringan FK

...

e

.

Identifikasi Isolat virus dengan Uji Hemaglutinasi (HA)

...

Peubah yang Diamati

...

...

.

1 Gejala Klinis

2

.

Gambaran Hematologi

...

...

.

3 Serologi

4

.

Isolasi CPV dari Feses

...

a

.

Pengamatan fisik

...

b

.

Pemeriksaan Laboratoris

...

Analisis Data Penelitian

...

HASIL DAN PEMBAHASAN

...

Hasil

...

1

.

Pengamatan Gejala klinis

...

2

.

Hematologi

...

...

.

3 Serologis

4

.

Isolasi Virus Lokal CPV

...

Pembahasan

...

...

SIMPULAN

...

DAFTAR PUSTAKA

DAFTAR TABEL

Halaman

1

.

Contoh Penghitungan Titrasi Kandungan Virus Metoda Reed

&

Munch

22

2

.

Dosis Inokulasi Isolat Lokal CPV

(IUVS 57)

...

23

3

.

Hasil Pengamatan Gejala Klinis

...

39

4

.

Hasil Hematologi

...

40

5

.

Hasil Serologis

...

44

DAFTAR

BAGAN

Halaman

...

1

.

Patogenesa Infeksi Canine Parvovirus (Hoskins 1 995)

...

2

.

Prosedur Propagasi Biakan Jaringan FK

3

.

Prosedur Propagasi Isolat CPV (RIVS 57)

...

. .

...

4

.

Prosedur Uji Kandungan

...

5

.

Prosedur Perlakuan Serum

6

.

Prosedur Preparat Ulas

Darah

...

...

.

7 Prosedur Uji HI

8

.

Prosedur Isolasi CPV dalam Biakan Jaringan FK

...

...

DAFTAR GAMBAR

1

.

Hewan Percobaan Yang Digunakan

...

2

.

Inokulasi Isolat b k a l CPV (RIVS 57) Aplikasi

Oral

...

3

.

Inokulasi Isolat Lokal CPV (RIVS 57) Aplikasi Intravena

...

4

.

Pengambilan Sampel Darah Pada Anjing

...

5

.

Biakan Jaringan FK Normal

...

6

.

CPE Canine Parvovirus pada Biakan Jaringan FK

...

.

.

...

...

7

.

Hasil Uji HI

...

.

8

HasilUji

HA

Halaman

29

29

29

29

29

29

1

.

Hasil Rerata Perbedaan Suhu Tubuh

...

39

...

2

.

Rerata Jumlah Leukosit 42

3

.

Rerata Jumlah Eosinofil

...

42 4

.

Rerata Jumlah Neutrofil

...

43

...

5

.

Rerata Jumlah Limfosit 43

6

.

Rerata Jumlah Monosit

...

44

...

DAFTAR LAMPIRAN

Halaman

1 . Bahan dan Alat

...

56

2.

Pembuatan Medium

...

5 7

. . .

...

PENDAHULUAN

Latar Belakang

Anjing merupakan salah satu hewan kesayangan, yang dipelihara untuk berbagai tujuan, diantaranya sebagai penjaga rumah, teman atau hiburan untuk menghilangkan stress maupun sebagai simbol status.

Penyakit yang membahayakan anjing dan dapat membawa kematian adalah infeksi muntaber yang disebabkan oleh Canine Parvovirus, ditandai dengan gejala muntah dan mencret berdarah yang berakhir dengan kematian dalam waktu kurang dari 3 hari. Dari temuan nekropsi anjing yang mati menderita muntaber diperoleh dehidrasi berat, usus mengalami dilatasi dan berisi cairan berwama merah hingga kehitaman. Secara histopatologis ditemukan degenerasi sampai nekrosis dan hiperplasia dari epitel kripta usus bagian duodenum dan jejunum, juga ditemukan badan inklusi intranukleus bersifat basofilik pada epitel kripta duodenum (Nelson et al. 1979; Macartney et al.

1984).

Canine Parvovirus diidentifikasi sejak tahun 1978 setelah berhasil diisolasi dari anjing dengan gejala berak darah (haemorrhagic diarrhea) (Appel et al. 1979). Canine Parvovirus merupakan virus DNA (deoksiribo nucleic acid) terkecil yang berselubung dengan rantai tunggal. Virus ini masuk dalam famili Parvoviridae genus parvovirus (Russel dan Edington 1985).

Canine Parvovirus dapat menginfeksi berbagai ras anjing, umur ataupun jenis kelamin. Resiko paling tinggi terjadi pada anak anjing umur 6 minggu sampai 6 bulan (Glickrnan et al. 1985). Replikasi CPV terjadi dalam sel-sel yang membelah dengan cepat yaitu sel jantung dan sel epitel usus halus sehingga CPV berkembang dengan cepat dalam tubuh anjing muda (umur kurang dari 6 bulan) yang masih banyak terjadi proliferasi sel-sel (Hoskins 1997).

Banyak penelitian yang telah dilakukan untuk mengetahui gejala klinis, isolasi virus dan epidemiologi CPV (Miura et al. 1986). Tetapi sampai saat ini Canine Parvovirus tipe enteritis masih merupakan masalah di tempat-tempat praktek dan petemakan karena menyebabkan angka kematian yang tinggi pada anak anjing dengan tanda-tanda klinik adanya diare darah (Schultz 1995; Hoskins 1997).

Kejadian infeksi Canine Parvovirus pertarnakali di Indonesia pada tahun 1981. Wabah pada anjing ini ditandai dengan gejala depresi, anoreksia, muntah dan diare dan menyerang pada hampir semua umur hewan, kemudian dilakukan isolasi CPV dari feses yang ditumbuhkan pada biakan jaringan ginjal kucing (Crandell Feline Kidney =

CRFK). Identifikasi terhadap CPV dilakukan dengan menggunakan uji hemaglutinasi (Hemaglutination Test = HAT). Typing terhadap CPV dilakukan dengan monoklonal

antibodi (Jusa et al. 1991).

Sampai saat ini infeksi CPV pada anjing-anjing di Indonesia masih merupakan masalah besar. Tingkat kematian yang terjadi hampir 100%. Tempi atas infeksi parvovirus hanya dapat dilakukan berdasarkan gejala yang memperburuk keadaan hewan (Tilley et al. 1997). Menurut Glickrnan et al. (1985) faktor-faktor yang mempengaruhi keganasan infeksi CPV adalah ada tidaknya kekebalan anjing, virulensi virus, dosis infeksi, infeksi campuran yang mengikutinya dan kondisi lingkungan. CPV pada anak anjing akan menjadi lebih buruk jika disertai dengan adanya infeksi parasit, stress di tempat baru, keadaan di dalam kandang yang terlalu padat, sanitasi yang buruk, titer antibodi induk rendah dan kegagalan tubuh membentuk respon kekebalan (Sajuthi 200 1).

Kualitas isolat lokal CPV sampai saat ini juga belum banyak dilakukan dan dipublikasikan. Penelitian ini dilakukan untuk mengetahui aspek diagnosis dan patogenesis isolat lokal CPV yang diinokulasikan pada anjing lokal.

Tujuan dan Manfaat Penelitian

Penelitian ini bertujuan untuk:

1. Mengamati gejala klinis setelah inokulasi isolat lokal CPV (RIVS 57) 2. Mengukur titer antibodi yang terbentuk setelah inokulasi isolat lokal CPV

(RIVS 57)

Manfaat yang diharapkan dari penelitian ini adalah:

Mendapatkan informasi pendukung diagnosis dan patogenesis infeksi isolat lokal CPV (RIVS 57) yang diinokulasikan pada anjing lokal.

Hi potesa

TINJAUAN PUSTAKA

Canine Parnovirus (CPV) 1. Etiologi

Infeksi Canine Parvovirus dengan strain tipe 2 (CPV-2) merupakan salah satu penyakit virus pada anjing yang bersifat sangat kontagius dan fatal (Hoskins 1995; Kerr 2000).

Canine Parvovirus merupakan virus DNA (deoksiribo nucleic acid) rantai tunggal yang berukuran 15-28 nm. Virus ini berbentuk ikosahedral simetris dan tidak berselubung. CPV memiliki 32 kapsomir dan 3 struktur polipeptida (Russel dan Edington 1985; Kerr 2000).

2. Sifat Fisika dan Kimia

Canine Parvovirus sangat stabil pada pH 3-9, suhu 56-60°C selarna 1 jam, pada pelarut lemak dan pada konsentrasi garam yang tinggi (Afshar 1981; Russel dan Edington 1985; Kerr 2000). Canine Parvovirus dapat hidup bertahun-tahun dalarn fomitus (Russel dan Edington 1985).

Canine Parvovirus akan mati melalui kontak dengan sodium hipokhlorida dan gluteraldehyda (Kerr 2000). Menurut Afshar (1981) CPV dapat diinaktifkan dengan formalin, O-propiolaktan, hydroxylamine dan radiasi ultra violet.

3. Sifat Biologis

African green monkey, raccoon saliva?y gland dan bovine foetal spleen pada kondisi biakan jaringan tidak membentuk sel selapis (Appel et al. 1979). Biakan jaringan ginjal kucing merupakan biakan jaringan lestari yang paling sensitif untuk mengidentifikasi CPV karena dapat menimbulkan efek sitopatik (Cythopathic Efect = CPE). Efek sitopatik pada biakan jaringan FK atau CRFK terjadi pada 2-3 hari setelah inokulasi. Perkembangan virus ditandai dengan sel yang berbentuk bulat dan pelepasan sel-sel serta adanya badan inklusi intranuklear (Joshi et al. 1998).

4. Induk Semang

Canine Parvovirus dapat menginfeksi anjing berbagai ms, umur ataupun jenis kelamin. Resiko umur paling tinggi terjadi pada anak anjing yang berumur 6 minggu sampai 6 bulan. Predisposisi ras yang dilaporkan beresiko tinggi pada ms Rottweiler, Dobermann pinscher, American pitbull terriers, German sheperd (Glickman et al.

1985; Houston et al. 1996; Hoskins 1997; Sajuthi 2001), English springer spaniels (Glickman et al. 1985), Labrador retriever, Staford.vhire dan Alaskan sled (Hoskins 1997). Predisposisi ras dengan resiko rendah terjadi pada ras Toy poodle, Cocker spaniel dan ras carnpuran (Houston et al. 1996; Sajuthi 2001).

Bhut et al. (1998), berhasil mendeteksi CPV pada wild canines, yaitu pada wild dogs (Cuan alpinus), jackals (Canis auxus) dan wolves (Canis lupusj.

Kejadian penyakit akibat infeksi CPV di Indonesia banyak menyemng anjing muda berumur 2 bulan dan lebih sering terjadi pada ras Dobermann dan Rottweiler. Pengamatan Sendow dan Syafiiati (2004) menunjukkan bahwa anjing lokal dapat terinfeksi CPV, namun kasus klinis jarang terjadi.

5. Sifat antigen

terhadap CPV adalah sel darah merah babi dan sel darah merah monyel ekor panjang (Macaca fmicularis). Dengan adanya sifat aglutinasi sel darah merah maka uji hemaglutinasi dapat diterapkan untuk mendeteksi awal adanya antigen CPV (Mochizuki et al. 1984; Deepa dan Saseendranath 2002).

6. Strain Canine Parvovirus

Pamsh et al. (1991), mengatakan bahwa tipe CPV hanya satu, tetapi varian strain virus ini ada beberapa yang secara antigenik berbeda tetapi secara serologis sama. Canine Parvovirus serotype-1 (CPV-1) atau Minute Virus of Canine (MVC) pertama kali diisolasi dari feses anjing militer di Amerika Serikat pada tahun 1967 (Hoskins 1995). MVC tidak bersifat pathogen. Pada anjing umur 5-21 hari menimbulkan gejala pneumoni miokarditis dan enteritis sedangkan pada anjing bunting menyebabkan kematian fetus dan mumifikasi (Truyen 2000). Pada tahun 1978 ditemukan serotipe lain dari CPV yang dihubungkan dengan gejala diare pada anak anjing di Amerika Serikat dan disebut sebagai Canine Parvovirus tipe-2 (CPV-2) atau Canine Parvovirus Enteritis (Appel et al. 1979; Parrish et al. 1991). CPV-2 sarna sekali tidak berhubungan dengan MVC (Truyen et al. 2000).

Feline Panleukopenia (FPL) adalah penyakit virus yang menginfeksi kelwga Felidae dan hewan yang dekat kekerabatannya seperti ~ustelidae,- Procyonidae dan Viverridae. Sifat penyakit akut, ganas dan sistemik ditandai dengan kejadian yang tiba- tiba, demam, muntah, diare dan leukopenia. Penyakit ini pertama kali terjadi pada tahun 1925. Beberapa peneliti menduga ada hubungan FPL dengan Mink Enteritis Virus (MEV) karena mempunyai sifat kimia dan fisika yang sama. Tahun 1966 berhasil mengidentifikasi FPL yang termasuk dalam kelwga Parvoviridae (Bittle 198 1 ; Truyen 2000).

Canine Parvovirus tipe-2 merupakan hasil mutasi dari Feline Panleukopenia virus (FPV) (Erbeck 1981); Evermann 1981 ; Hoskins 1997; Nakamura et al. 2001). Feline Panleukopenia mempunyai kesamaan urutan basa nukleotida dengan CPV-2 lebih dari 98% (Parrish et al. 1991). Hubungan antara CPV dengan FPV secara serologis sangat erat dan dapat dibuktikan dengan adanya reaksi silang pada uji HI, uji antibodi floresen, uji netralisasi dan immunoelektron mikroskopi (Hoskins 1997).

Serikat. Canine Parvovirus serotype-2 ini hanya menginfeksi anjing dan canidae

lainnya seperti wolves, coyotes, south American dogs dan Asiatic raccoon dogs. Pada tahun 1980 strain CPV-2 bermutasi menjadi tipe 2a (CPV-2a) dan pada tahun 1984 muncul varian lain yaitu tipe 2b (CPV-2b). Strain-strain ini disebut tipe antigen yang baru yang dapat menginfeksi anjing dan kucing dengan gejala klinis CPV (Truyen 2000) juga pada domestic cats (Gamoh et al. 2003). Penelitian Pereira et al. (2000) menunjukkan bahwa tipe strain CPV di Brazil menunjukkan bahwa selama tahun 1980- an tipe strain yang dominan adalah CPV-2a dan pada tahun 1990-an adalah CPV-2b. Pada tahun 2000 ditemukan lagi varian baru yaitu tipe 2c yang menginfeksi kucing dan

wild felidae (Nakamura et al. 2001). Hasil penelitian Truyen (2000) menunjukkan bahwa ke-3 strain tersebut tidak dapat dibedakan secara serologis.

Adanya perubahan CPV-2 ini karena kemampuan parvovirus untuk bereplikasi dan menyebar lebih efektif dalam adaptasi genetik (Parrish et al. 1988). Dengan analisa phylogenetik memperlihatkan evolusi yang pmgresif dari tipe asli CPV. Kejadian tersebut mirip seperti yang terjadi pada virus influenza A (Parrish et al. 1991).

7. Penularan Canine Parvovirus

Penyakit yang disebabkan oleh Canine Parvoviws sangat kontagious. Sampai saat ini penularan CPV secara alami melalui kontak langsung dekan sekreta anjing yang terinfeksi CPV atau makanan yang telah terkontarninasi oleh CPV. CPV dapat diekskresikan melalui feses, air seni,air liur dan muntah (Appel et al. 1980). Alat-alat yang telah tercemar CPV seperti alat-alat kedokteran, grooming dan alat-alat kandang yang tercemar feses juga merupakan sarana penularan (Gordon dan Angrick 1986; Hoskins 1997).

Patogenesis Canine Parvovirus

Patogenesis CPV berhubungan erat dengan orgadtipe sel. Pada anak anjing umur kurang dari 8 minggu terjadi gangguan pada myocardium. Pada anak anjing yang lebih tua terjadi gangguan pada epitel usus halus. Umumnya pada semua anjing terjadi gangguan pada sumsum tulang, limfoid dan sel-sel darah (Hoskins 1995).

secara cepat dari anjing satu ke anjing yang laimya melalui oronasal yang ditularkan lewat feses yang tercemar CPV (Hoskins 1995).

Setelah virus masuk melalui oronasal maka replikasi virus dimulai 1-2 hari setelah infeksi di jaringan limfoid oropharing, limfonodus mesenterika dan timus. Infeksi virus sistemik pada jaringan limfoid usus halus tejadi 3 hari setelah pasca infeksi melalui viremia. Adanya plasma viremia terjadi 1-5 hari setelah infeksi (Hoskins 1995).

Pada kondisi normal, sel-sel bermigrasi dari epitel germinaVpangkal limfonodus intestinal ke ujung vili usus halus. Selama migrasi sel-sel matang dan mempunyai kemarnpuan menyerap. Pada anjing yang terinfeksi CPV, virus bereplikasi di epitel germinal kripta usus sehingga sel-sel epitel rusak dan kolaps. Karena tejadi kerusakan pada epitel germinal mengkibatkan pergantian sel normal (biasanya antara 1

-

3 hari pada usus halus) terganggu dan vili menjadi pendek (Bolton dan Pass 1988; Hoskins 1995). Akibat patologis yang te jadi pada infeksi virus pada epitel usus adalah keharusan sel-sel epitel tersebut dalam jumlah banyak dalam waktu singkat lalu diganti dengan sel-sel yang muda tidak bisa mengabsorbsi cairan dan tidak menghasilkan enzim sehingga te jadi pengeluaran cairan terus menerus. Hewan mati karena terlalu banyak cairan keluar (Bolton dan Pass 1988).

CPV juga merusak mitoticcaly active precursor sirkulasi sel leukosit dan limfoid. Pada infeksi yang parah sering te jadi neutropenia dan limfopenia (Meunier et al. 1985; Hoskins 1995). Infeksi sekunder dari bakteri Gram negatif dan mikroflora anaerob menyebabkan te jadinya komplikasi sehingga menyebabkan kerusakan hebat pada usus, bakterimia clan endotoksemia serta Disseminated Intravascular Coagulation (DIC) (Hoskins 1995).

Titer antibodi dalam serum dapat dideteksi sedini mungkin pada 3-4 hari setelah infeksi dan akan konstan selarna kurang dari setahun (Carman dan Povey 1985; Hoskins 1997). Pada anjing-anjing yang sembuh dari infeksi CPV, kekebalan bertahan selama 20 bulan lebih (Hoskins 1995). Penelitian Sendow dan Syafiiati (2004) menunjukkan bahwa antibodi terhadap CPV masih dapat terdeteksi hingga 3 tahun.

antibodi. Antibodi lokal intestinal penting dalam terminal ekskresi virus dalam feses (Hoskins 1995). Viremia selalu didahului shedding virus melalui feses (Meunier et al.

1985; Hoskins 1997). CPV berada dalam feses selama 7-10 hari (Schunck er al. 1995; Hoskins 1997). Pada penelitian Gamoh et al. 2003, shedding virus terjadi pada hari ke-5. Virus ini akan berada dalam feses dengan titer yang tinggi dan akan disebarkan ke induk semang yang cocok melalui oral (Schunck et al. 1995; Hoskins 1997).

Regional lymphmodus chopharing

Tonsil

Umur 6 minggu-6 bulan

4

6-10 Jaringan lymphoid Intesfiml gland P-W

Sumsum tulang Sel epithel Hati

*Peningkatan titer Ab

4

1

Gijal

.Timbul gejala klinis (patologi)

Leucopenia-limphopenia

.She&- v i m sampai Intestinal gland

hari ke- 1 4 1mmunodef;ciency: Nekrosa epitel Atropi timus

Lymphoid depletion pada Peningkatan

4

_{permeabilitas} Limpa dan limphonodus _{Penunman absorpsi}

7

Infeksi skunder Parah

4 Enteropthy

Gram negavf sepsis Diare

Bagan 1. Patogenesa Infeksi Canine Parvovirus (Hoskiis 1925).

Diagnosis Canine Parvovirus

Diagnosis Canine Parvovirus dilakukan berdasarkan pengamatan gejala klinis, pemeriksaan serologis, pemeriksaan virologis seperti isolasi dan identifikasi CPV dalam feses dan pemeriksaan histopatologi (Stann et al. 1984; Russel dan Edington

1985).

1. Gejala Klinis

(Hoskins 1995). Makin muda umur anjing yang terinfeksi CPV makin parah gejala klinisnya. Pada anjing umur 3-4 minggu, sel miosit pada jantung sedang aktif berkembang sehingga apabila pada umur tersebut terinfeksi CPV maka yang terserang adalah jantung yang mengakibatkan kematian mendadak. Infeksi CPV pada anjing yang berumur lebih dari 6 minggu, derajat pembelahan sel miosit mulai menurun tetapi derajat pembelahan sel mitotik pada kripta usus meningkat, sehingga menyebabkan muntah dan diare (McCandlish et al. 1979).

Gejala klinis yang ditimbulkan oleh infeksi CPV, yaitu:

a. Tipe Miokarditis

Canine Parvovirus dapat menyerang otot jantung sehingga disebut sebagai CPV miokarditis. Infeksi CPV tipe miokarditis dapat terjadi saat masih dalam uterus atau pada anak anjing umur kurang dari 4 minggu. Umumnya seluruh anak anjing dalarn satu induk terinfeksi. Anak anjing sering ditemukan mati dalarn waktu 24 jam setelah timbulnya gejala klinis seperti sesak napas, menangis, lemas, kadang-kadang muntah dan selaput lendir pucat (McCandlish et al. 1981; Hoskins 1997). Mortalitas tipe miokarditis berkisar atara 20% hingga 100%. Pada tipe miokarditis yang akut umumnya anak anjing tersebut tidak mempunyai kekebalan bawaan dari induk, sehingga vaksinasi induk yang akan dikawinkan sangat dianjurkan (sendow 2003).

Pada anak anjing berumur lebih dari 5 bulan gejala klinis yang tampak tidak nyata, tetapi pada infeksi akut, ritme puls femoral irregular, jantung terdengar murmur dan aribnia (Robinson et al. 1980).

Di Indonesia, tipe miokarditis jarang ditemukan. Hal ini dapat disebabkan karena umumnya induk anjing telah divaksinasi, sehingga anak yang dilahirkan mempunyai maternal antibodi yang bertahan hingga 6 minggu (Sendow 2003).

b. Tipe Enteritis

seperti wama aspal (Meunier et al. 1985; Hoskins 1995). Umumnya neutropenia, leucopenia dan limfopenia terjadi setelah gejala diare muncul (Macartney et al. 1984). Leukopenia tejadi pada hari ke4-5 setelah infeksi dimana jumlah sel darah putih menurun hingga 30001pl (Afshar 1981; Stann et al. 1984). Morbiditas CPV tipe enteritis berkisar antara 20% hingga 100% dan mortalitasnya mencapai 50%, sedangkan pada anjing yang masih muda dan belum divaksinasi mortalitasnya dapat mencapai 100% (Eugster et al. 1978).

Canine Parvovirus enteritis akut dapat te jadi pada semua jenis anjing, umur ataupun jenis kelamin. Tetapi anjing berumur antara 6 minggu sarnpai 6 bulan, ras Rottewilers, Doberman pinscher dan Labrador retriever beresiko lebih tingg i (Hoskins 1995; Tilley et al. 1997).

Pada kasus CPV enteritis, Leib (1995) menyarankan untuk melakukan pemeriksaan feses, rectal cytology, complete blood count (CBC), profil biokimia, pemeriksaan urin dan radiograph abdomen untuk konfirmasi adanya virus parvo. Biasanya pada pemeriksaan laboratorium akan terlihat penurunan total protein, anemia, neutropenia, limphopenia dan hipoglicemia (Leib 1995; Tams 1995).

2. Pemeriksaan Serologis

Adanya infeksi CPV, ditandai dengan pembentukkan antibbdi terhadap CPV pada tubuh anjing tersebut. Untuk menentukan adanya antibodi terhadap CPV, dapat dilakukan uji serologis dengan menggunakan beberapa perangkat diagnosis, diantaranya adalah uji serum netralisasi (SN), uji hambatan hemaglutinasi (HI), uji antibodi floresen dan Enzim-link Iimmunosorbent Assay (ELISA) (Pamsh et al. 1982; Dubovi 1997).

a. Uji Serum Netralisasi (SN)

Prinsip dasar uji serum netralisasi CPV adalah terjadinya proses netralisasi antigen CPV oleh antibodi. Uji serum netralisasi menggunakan virus dengan konsentrasi konstan (100 TC1Dso) yang ditambahkan pada serum yang telah diencerkan, kemudian ditambahkan larutan biakan jaringan ginjal kucing. Biakan jaringan ginjal kucing tersebut diinkubasikan pada suhu 37'C sampai terlihat perubahan yaitu terbentuknya efek sitopatik (CPE) pada biakan jaringan sebagai tanda adanya pertumbuhan virus. Ada atau tidak adanya antibodi yang terbentuk dibedakan dengan ada atau tidaknya CPE (Dubovi 1997).

b. Uji Hambatan Hemaglutinasi (HI)

Prinsip dasar uji hambatan hemaglutinasi adalah CPV mempunyai kemampuan untuk mengikat sel darah merah yang menyebabkan terjadi aglutinasi sel darah merah tersebut. Spesifik antibodi CPV mengikat permukaan partikel virus sehingga mencegah kemampuan virus untuk menempel pada sel darah merah yang menyebabkan aglutinasi terhambat. Reaksi ini disebut penghambatan hemaglutinasi. Uji ini menggunakan jumlah virus standar sebanyak 4-8 hemaglutination units (HAU) (Dubovi 1997).

Uji hemaglutinasi merupakan uji yang pertarnakali dan sering digunakan untuk mengukur titer antibodi CPV. Menurut kegunaannya dalam mendeieksi antibodi, uji ini ada dua, yaitu uji prosedur alfa dengan cara konsentrasi sera tetap dengan virus yang diencerkan dan prosedur beta dengan cara virus standar dengan konsentrasi tetap dan serum yang diencerkan (Dubovi 1997). Hoskins (1 997) mengatakan bahwa diagnosa CPV dapat dipastikan apabila dalam waktu 3 hari atau lebih setelah anjing menunjukkan gejala klinis dengan diperolehnya titer HI yang tinggi dalam serumnya.

Uji hemaglutinasi secara rutin dilakukan untuk menentukan diagnosa terhadap infeksi CPV karena sensitif, mudah dikerjakan, cepat dan biayanya tidak mahal (Mathys

et al. 1983; Dubovi 1997). Sampai saat ini uji HA dan HI masih merupakan uji yang paling sering digunakan untuk diagnosa CPV (Deepa dan Saseendranath 2002; Heerden

et al. 2002).

"

bedloresen bila disinari dengan sinar ultraviolet. Misalnya zat warna fluorescein isothiocynate (FITC) yang berwarna hijau atau tetramethylrhodamine isothiayanate yang berwarna merah. Dengan demikian letak antigen virus dalam jaringan dapat diketahui karena terbentuknya kompleks antigen antibodi yang memancarkan warna pada pengamtan di bawah mikroskop ultraviolet.

Uji antibodi floresen banyak digunakan oleh laboratorium diagnostik komersil Kendala penggunaan uji sntibodi floresen adalah membutuhkan waktu lebih lama karena menggunakan teknik biakan jaringan dan konsentrasi titer antibodi hams tinggi, serta fasilitas rnikroskop floresen yang sangat mahal (Dubovi, 1997; Joshi et al. 1998).

d. Enzim Linked immunosorbent Assay (ELISA)

Prinsip dasar uji Elisa hampir sama dengan uji antibodi floresen, perbedaannya adalah antibodi tidak diwarnai tetapi disenyawakan dengan enzim. -Penerapan metode ini dimulai sejak diketahui bahwa protein termasuk antigen virus dapat melekat pada permukaan plastik polystyrene, dengan demikian antigen atau antibodi dapat diabsorbsi pada permukaan lempeng plastic untuk tujuan identi fikasi.

Menurut Ok et al. (2000) pemeriksaan serologis terhadap CPV dengan Elisa sama sensitifnya dengan uji HI dan penelitian Deepa dan Saseendranath (2000) menunjukkan bahwa Elisa lebih sensiti f dari pada AGID (Agar Gel Immunod~jision test ) dan CIEP (Counter Immunoelectrophoresis).

pengenceran rendah sehingga hams dikonfirmasi dengan uji HI dengan menggunakan spesifik antiserum dan prosedur HA sulit untuk diterapkan pada pemakaian mesin semiotomatis (Mathys et al. 1983).

c. Uji Antibodi Floresen

Prinsip dasar uji antibodi floresen adalah antibodi diwarnai oleh zat warna bedoresen bila disinari dengan sinar ultraviolet. Misalnya zat warna fluorescein isothiocynate (FITC) yang berwarna hijau atau tetrarnethylrhodamine isothiocyanate yang berwarna merah. Dengan demikian letak antigen virus dalam jaringan dapat diketahui karena terbentuknya kompleks antigen antibodi yang memancarkan warna pada pengamtan di bawah mikroskop ultraviolet.

Uji antibodi floresen banyak digunakan oleh laboratorium diagnostik komersil Kendala penggunaan uji sntibodi floresen adalah membutuhkan waktu lebih lama karena menggunakan teknik biakan jaringan dan konsentrasi titer antibodi harus tinggi, serta fasilitas mikroskop floresen yang sangat mahal (Dubovi, 1997; Joshi et al. 1998).

d. Enzim Linked immunosorbent Assay (ELISA)

Prinsip dasar uji Elisa hampir sama dengan uji antibodi floresen, perbedaannya adalah antibodi tidak diwarnai tetapi disenyawakan dengan enzim. -Penerapan metode ini dimulai sejak diketahui bahwa protein termasuk antigen virus dapat melekat pada permukaan plastik polystyrene, dengan demikian antigen atau antibodi dapat diabsorbsi pada permukaan lempeng plastic untuk tujuan identifikasi.

Menurut Ok et al. (2000) pemeriksaan serologis terhadap CPV dengan Elisa sama sensitifhya dengan uji HI dan penelitian Deepa dan Saseendranath (2000) menunjukkan bahwa Elisa lebih sensitif daripada AGlD (Agar Gel Immunodrffirsion test ) dan CIEP (Counter Immunoelectrophoresis).

3. Pemeriksaan Virologis

Infeksi CPV tipe enteritis stadium akut, lebih dari lo9 partikel virus berada dalam feses dan dapat bertahan selama 4 bulan dilingkunga~ya. Dengan demikian selain sebagai sumber utama penularan infeksi CPV, feses juga berperan sebagai substrat untuk diagnosa CPV (Mathys et al. 1983; Mildbrand et al. 1984; Hirasawa et al. 1994). Pengambilan feses untuk isolasi virus lebih baik langsung dari rektum untuk menghindari kontaminasi (Carman dan Povey 1985; Hoskins 1997).

CPV dalam feses dapat dideteksi dengan beberapa metoda seperti isolasi virus dalam biakan jaringan, HA, Mikroskop Elektron (ME), Elisa dan DNA hybridization

(Mochizuki et al. 1984; Hirasawa et al. 1994; Savic-Jevdenic et al. 200 1).

Canine Parvovirus juga dapat diisolasi dari epitel lidah, rongga mulut dan esophagus, usus halus, sumsum tulang, jaringan limfoid, organ p a r u - p a , limpa, hati, ginjal dan otot jantung karena merupakan lokasi perkembangan CPV (Macartney et al.

1984; Hoskins 1997). Dari jaringan tersebut dengan mudah dapat diisolasi CPV dengan menggunakan sistem biakan jaringan selarna virion belurn dibalut oleh antibodi. Bila anjing masih hidup, feses merupakan sampel terbaik untuk isolasi CPV (Hoskins 1997).

Isolasi dari feses dengan menggunakan biakan jaringan tidak

-

dilakukan oleh praktisi dokter hewan karena memerlukan fasilitas laboratorium, keahlian khusus serta memerlukan waktu dan biaya yang besar. Menurut Cavalli et al. (2001), isolasi CPV pada biakan jaringan sangat sulit dan membutuhkan beberapa pasase dalam biakan jaringan ginjal kucing.

Identifikasi dan deteksi CPV dapat dilakukan dengan beberapa cara yaitu: a. Mikroskop Elektron

Identifikasi CPV dapat dilakukan dengan mengunakan mikroskop elektron. Mikroskop elektron dapat mendeteksi beberapa partikel dalam feses dengan melihat morfologinya (William 1980). Menurut Mathys et al. (1983) identifikasi CPV dengan menggunakan mikroskop elektron sulit dilakukan dilaboratorium ataupun di klinik hewan karena membutuhkan peralatan khusus dan waktu banyak serta biaya yang mahal. b. Uji Hemaglutinasi

Savic-Jevdenic et al. (2001) menunjukkan bahwa dengan uji hemaglutinasi (HA), dapat mendeteksi CPV dalam feses sehari setelah munculnya gejala klinis, sehingga cepat melakukan pengobatan terhadap infeksi CPV. Uji HA merupakan uji yang biasa dilakukan di klinik dengan menggunakan sel darah merah babi atau monyet ekor panjang. Uji ini dianggap cukup sensitif dan cukup tinggi korelasinya dengan keberhasilan pengobatan (Sajuthi 2001). Adanya hemaglutinasi yang dibentuk oleh CPV merupakan ha1 penting karena sebagai karakteristik sempurna dari virus parvo (Carmichael et al. 1980). Namun perlu dilanjutkan dengan uji HI dengan menggunakan antibodi yang spesifik terhadap CPV untuk mengetahui apakah isolat virus yang diperoleh tersebut adalah CPV (Cavalli et al. 2001), karena menurut Hoskins (1997), ada beberapa macam virus yang dapat diisolasi dari feses yang berasal dari anjing yang mengalami enteritis. Virus tersebut antara lain coronavirus, rotavirus, astrovirus, herpesvirus, enterovirus, calicivirus dan parainfluenza. Sebagian virus tersebut juga dapat mengaglutinasi sel darah merah.

c. Enzim Linked immunosorbent Assay (ELISA)

Elisa merupakan uji yang cepat dan sensitif untuk mendeteksi antigen CPV pada sampel feses anjing. Akhir-akhir ini telah dikembangkan antibodi monoclonal yang sangat spesifik terhadap CPV. Penggunaan antibodi monoklond menyebabkan uji ini sangat spesifik dan dapat dilihat secara visual. Banja et al. (2002), menggunakan Elisa untuk mendeteksi CPV saat terjadi wabah di Bhubaneswar pada 171 ekor anjing dengan gejala muntah dan diare. Korelasi dengan uji HA sebesar 2 95 % (Mildbrand

et al. 1984). Elisa dapat membedakan konsentrasi Ig G dan Ig M. Peningkatan konsentrasi Ig M pada minggu pertarna infeksi CPV setelah itu diikuti peningkatan konsentrasi Ig G (Hoskins 1 997). Sampai saat ini Elisa merupakan alat diagnostik yang penting untuk mendiagnosa CPV (Ok et al. 2000).

d. Polymerase Chain Reaction (PCR)

Teknik baru telah dikembangkan dalam mengamplifikasi DNA secara invitro

Lebih lanjut teknik PCR mampu mendeteksi antigen yang telah dibalut antibodi maupun virus yang telah mati. PCR dapat digunakan sebagai altematif dari uji konvensional seperti isolasi virus pada biakan jaringan yang membutuhkan waktu lama. Deteksi antigen yang cepat dan spesifik pada sampel feses dapat dilakukan dalam sehari sehingga terjadinya infeksi CPV dapat dideteksi lebih awal. Penelitian Meerarani et al.

(1996) menunjukkan bahwa PCR 72,9% antigen CPV dari 270 sampel feses sedangkan dengan uji HA, hanya 61,1% antigen CPV terdeteksi. Data tersebut menunjukkan bahwa PCR lebih sensitif dibandingkan dengan uji HA.

4. Pemeriksaan Patologi dan Histopatologi

Pemeriksaan patologi dan histopatologi merupakan penunjang bagi diagnosa CPV. Iierusakan yang ditimbulkan oleh CPV tergantung dari stadium dan daya tahan tubuh anj ing tersebut.

a. Patologi dan Histopatologi Tipe Miokarditis

Perubahan makroskopik pada anak anjing yang mati mendadak tidak menunjukkan adanya kelainan jantung, tetapi ada oedema pada paru-pam (Robinson et al. 1980).

Perubahan mikroskopik, terlihat adanya miokarditis difusa non supuratif dengan infiltrasi limfosit, makrofag, sel plasma dan neutrofil. Pada sel miokardium terlihat badan inklusi yang bersifat basofilik (Robinson et al. 1980).

b. Patologi dan Histopatologi Tipe Enteritis

Secara patologi dan histopatologi CPV enteritis memperlihatkan adanya lesi terutarna pada jaringan duodenum, jejunum, ileum dan limfonodus mesenterika (Miura

MATERI DAN METODE PENELITIAN

Tempat dan Waktu

Penelitian dilakukan di Laboratorium Virologi Balai Penelitian Veteriner (Balitvet) di Bogor, Laboratorium Virologi Balai Besar Pengujian Mutu dan Sertifikasi Obat Hewan (BBPMSOH) di Gunungsindur Bogor dan Laboratorium Patologi Klinik Fakultas Kedokteran Hewan Institut Pertanian Bogor selama 6 bulan mulai bulan Mei 2004 sarnpai dengan Oktober 2004.

Materi Penelitian

1. Hewan Percobaan:

Penelitian ini menggunakan enam ekor anak anjing lokal berumur 1 bulan berasal dari Desa Karya Mekar, Kecamatan Cariy Kabupaten Daerah Tingkat I1 Bogor dari ppulasi anjing yang bebas infeksi Canine Parvovirus (CPV) dengan riwayat belum pemah divaksinasi. Terlebih dahulu anak anjing tersebut diambil darahnya untuk mengetahui ada tidaknya antibodi terhadap CPV dengan menggunakan uji hambatan hemaglutinasi (HI). Anak anjing yang digunakan pada penelitian ini harus negatif antibodi CPV atau mempunyai titer antibodi <8 HI Unit (HIU), dalam kondisi sehat, dan bebas terhadap infeksi parasit cacing maupun penyakit kulit. Dua minggu sebelum perlakuan, anak anjing diberikan obat anti cacing yaitu drontal plus (Bayer) dengan dosis 1 tablet per 10 kg berat badan. Selama perlakuan anak anjing ditempatkan pada kandang yang terpisah (Gambar 1).

2. Isolat lokal CPV:

Bahan yang akan diinokulasikan adalah isolat lokal yang telah diidentifikasi sebagai virus CPV dengan kode RIVS 57 yang diperoleh dari bagian Virologi, Balai Penelitian Veteriner (Balitvet), Bogor (Sendow dan Hamid 2004). Isolat tersebut berasal dari kerokan mukosa usus anjing yang terinfeksi CPV dengan gejala diare berdarah yang ditumbuhkan ke dalam biakan jaringan ginjal kucing (Feline Kidney =

3. Sel Darah Merah Babi:

Sel darah merah babi digunakan dalam uji HA dan HI. Sel darah merah babi diperoleh dari Rumah Potong Hewan (RPH) Kotamadya Bogor. Sel Darah merah babi dicampur dengan larutan Alsever's (Lampiran Pembuatan Media Nomor 1) dengan perbandingan 1 bagian sel darah merah babi dan 1 bagian larutan Alsewer's dan disimpan dalam keadaan dingin. Sampai dilaboratorium sel darah merah babi tersebut di sentrifus (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 30) pada kecepatan 750xg selama 10 menit, kemudian cairan bagian atas sel darah merah dibuang selanjutnya ditambahkan larutan Alsever's dengan perbandingan 1 bagian sel darah merah babi dan 4 bagian larutan Alsever's. Cairan tersebut disimpan pada suhu 4OC sampai akan digunakan. Larutan stock sel darah merah dapat disimpan paling lama 3 minggu.

Metoda Penelitian

1. Isolat Lokal CPV (RIVS 57)

Isolat lokal CPV (RIVS 57) telah dipasase sebanyak 8 kali pada biakan jaringan ginjal kucing (Feline Kidney = FK) sebelum digunakan pada penelitian ini. Isolat

tersebut disimpan pada suhu -70' C, kemudian ditumbuhkan kembali pada biakan

jaringan FK.

-

a. Propagasi Biakan Jaringan Ginjal Kucing (Feline Kidney = FK)

Bahan dan Alat Nomor 36), disentrifis (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 31) dengan kecepatan 750xg selama 10 menit. Supernatan dibuang dan pelet ditambahkan 40 ml media penumbuh (GM) ((Lampiran Pembuatan Media Nomor 11) dan dimasukkan kedalam 2 tissue culture flask besar (75 cm2) (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 42) masing-masing 20 ml, kemudian diinkubasikan pada suhu 37°C (Lampiran Bahan dan Alat No 13). Skema prosedur propagasi biakan jaringan FK dapat dilihat pada Bagan 2.

b. Propagasi Isolat Lokal CPV (RIVS 57)

Isolat lokal CPV (RIVS 57) diperbanyak dalam biakan jaringan FK yang ditumbuhkan pada tissue cultureflask kecil(25 cm2) (Lampiran Bahan

dan

_{Alat Nomor} 41). Media biakan jaringan FK yang telah membentuk 40% jaringan selapis, dibuang secara aseptis menggunakan pipet 5 ml steril (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 29), kemudian dengan menggunakan pipet single channel 1000 pl (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 33) ditambahkan 300 pl isolat yang telah mengalami bekucair sebanyak 3 kali dan diinkubasikan dalam inkubator pada suhu 37" C (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 13) selama 1 jam sebelum ditambahkan media pemelihara (MM) (Lampiran Pembuatan Media Nomor 10). Sel tersebut diamati selama 5 sampai 7 hari untuk melihat ada tidaknya CPE, apabila CPE mencapai 80-90%, maka sel dan cairan dipanen untuk kemudian dilakukan uji kandungan virus. Skema prosedur pr&pagasi isolat lokal CPV (RIVS 57) dapat dilihat pada Bagan 3.

c. Uji Kandungan Virus

Inokulum yang akan dititrasi dibekucairkan terlebih dahulu sebanyak 3 kali, kemudian disentrifus (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 30) dengan kecepatan 750xg selama 10 menit. Supernatan dikoleksi untuk selanjutnya diuji kandungan virusnya.

dibuat sebagai pembanding dan disertakan pada lempeng mikrotiter yang sarna. Sebanyak 100 pl biakan jaringan FK dalam media penumbuh dengan konsentrasi sel 2x10' per ml dimasukkan pada masing-masing lubang dengan meggunakan pipet multichannel 50pl-300 pl (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 26), selanjutnya diinkubasikan pada inkubator 37OC yang mengandung 5% COz (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 14). Pengamatan akan terjadinya CPE dilakukan setiap hari selama 5 sampai 7 hari. Skema prosedur uji kandungan virus dapat dilihat pada Bagan 4. Hasil yang diperoleh dihitung dengan metoda Reed&Munch (1938) (Tabel 1).

Tabel 1. Contoh Penghitungan Titrasi Kandungan Virus Metoda Reed & Munch

Rumus TCIDso (Tissue Culture Infective Dose):

PD (Proportionate Distance) =

.

Diatas 50%

-

50%) = 87.5

-

50 = 37.5 = 0,86

(Diatas 50%

-

Dibawah 50%) 87,5

-

43 4 3 3

2. Inokulasi Isolat Lokal CPV (RIVS 57):

Enam ekor anak anjing lokal yang telah diuji tidak mengandung antibodi terhadap CPV, dan dinyatakan sehat diinokulasikan isolat lokal CPV _{(RIVS 57)} dengan dosis 1 0 ~ ~ ~ TCIDsdml (Tabel 2). Anak anjing tersebut telah berumur 2 bulan saat digunakan pada penelitian ini.

Pengenceran Virus

lo-]

10" 1

u3

1

o4

10" perbandingany Kumulatif 12/12 7/8 317

1 I9 011 3 Kumulatif yg

terinfeksi (CPE

+)

12 7 3 1 0 CPE (positit) 515 415 2/5

1 I5 0/5

Presentasi Kumulatif

1

ow

87,5% 43.0% 11.1% 00% Kumulatif yg tdk terinfeksi

(CPE -)

0

1

4

[image:36.594.112.517.245.363.2]

[image:37.595.115.525.108.195.2]

Tabel 2. Dosis Inokulasi Isolat Lokal CPV (RIVS 57)

Dua ekor anak anjing diinokulasikan isolat lokal CPV (RIVS 57) secara oral

sebanyak 50 ml per ekor (Gambar 2) dan empat ekor anak anjing diinokulasikan secara

intrmena sebanyak 5 ml per ekor (Gambar 3). Pengamatan gejala klinis dilakukan setiap hari selama 21 hari. Suhu dicatat setiap pagi hari sehari sebelum inokulasi sampai 21 hari setelah inokulasi. Selain gejala klinis, peubah lainnya seperti gambaran hematologi, hasil serologi dan ekskresi virus melalui feses juga diamati.

3. Pengarnbilan Sampel a. Darah (dengan EDTA)

Darah dianbil dari anak anjing melalui vena cephalica antibrachii atau vena

saphena magna (Gambar 4). Sampel darah dimasukkan dalam tabung yang

mengandung ethylene diamine tetraacetic acid (EDTA) (Lampirh Bahan dan Alat Nomor 44) diambil pada hari ke 0, 1, 3 dan 7. Pemeriksaan jumlah sel darah putih (leukosit) total dilakukan di laboratorium Sekar Mandapa Bogor dan diferensiasi sel leukosit diperiksa dengan preparat ulas darah yang difiksasi dengan methanol dan diwarnai dengan Giemsa-May Grumvald

Titer 1 0'.VcID5d ml lo5,' TCID5d ml lo5.' TCID5d ml lo5.' TCID5d ml lo5,' TCID5d ml 1 05.' TCID5 d ml No. 1 2 3 4 5 6

b. Serum

Darah diambil pada hari ke-0 sampai hari ke-7, hari ke-10, hari ke-14, hari ke- 17 dan hari ke-2 1 pasca inokulasi dengan menggunakan syringe 3 ml (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 34). Darah disimpan pada suhu karnar sampai terbentuk serum, kemudian serum diperlakukan dengan kaolin 25% dan diabsorbsi dengan sel darah merah babi pekat untuk selanjutnya dilakukan uji HI.

Metoda Perlakuan Serum adalah sebagai berikut: Serum diinaktivasi dalam penangas air (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 28) pada suhu 56°C selama 30 menit. Sebanyak 100 pl serum tersebut dimasukkan ke dalam tabung (Lampiran Bahan dan

Keterangan: TCID: Tissue Culture It#ectious Dose

Alat Nomor 37) dengan menggunakan pipet single channel lOOpl (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 32), kemudian dengan menggunakan pipet single channel lOOOpl (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 33), ditambahkan 300 pl kaolin 25% (Lampiran Pembuatan Media Nomor 8). Beberapa saat campuran tersebut dikocok dengan vortex mixer (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 45), kemudian didiamkan pada suhu kamar selama 20 menit dan selanjutnya disentrifus (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 30) pada kecepatan 750xg selama 5 menit. Supernatan dikoleksi dan ditempatkan pada tabung (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 37) kemudian dengan pipet single channel

100 pl (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 32) ditambahkan 50 pl sel darah merah babi pekat (Lampiran Pembuatan Media Nomor 18). Campuran tersebut digoyang-goyang dengan tangan secara hati-hati agar sel darah merah babi tidak pecah dan disimpan pada suhu 4°C selama 1 jam, setelah itu disentrifus (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 30) pada kecepatan 750xg selama 5 menit. Supernatan diambil dan dimasukkan pada lubang lempeng mikrotiter 96 lubang dengan dasar V (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 18), selanjutnya disirnpan pada suhu -20°C sampai dilakukan uji HI. Skema proses perlakuan serum dapat dilihat pada Bagan 5.

c. Feses

Feses diambil dari rektum pada hari ke 0 sampai hari ke 10 dan dimasukkan ke dalam media transpor (Lampiran Pembuatan Media Nomor 12). Feses dalam media transpor disimpan pada suhu 4" C, kemudian ditumbuhkan ke dalam biakan jaringan ginjal kucing selama 5 sampai 7 hari dan dilanjutkan dengan uji hemaglutinasi (HA).

4. Uji Laboratoris

a. Penghitungan Jumlah Sel Darah Putih (Leukosit)Total

Penghitungan jurnlah sel darah putih (leukosit) total dilakukan di Laboratorium Sekar Mandapa Bogor dengan menggunakan alat automatic hemutology (mesin CELL- DYN 1400). Sampel darah dengan EDTA dibawa dalam keadaan dingin.

b. Preparat Ulas Darah Untuk Diferensiasi Leukosit

Preparat ulas darah dibuat pada gelas objek yang bersih dan kering dengan cam meneteskan setetes darah pada gelas objek pertama, kemudian dengan gelas objek kedua darah digesek dengan arah 45" C sehingga terbentuk ulasan darah yang tipis, dan selanjutnya dikeringkan dengan cara didiamkan beberapa saat pada suhu ruang. Preparat ulasan darah yang sudah kering difiksasi dengan cam merendam dalam methanol selama 10 menit yang dilanjutkan dengan larutan Giemsa 10 % (Lampiran Pembuatan Media Nomor 6) selama 30 menit. Preparat dicuci dengan mengalirkan air kran, kemudian dikeringkan kembali. Pengamatan dilakukan dengan melihat di bawah mikroskop (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 22) dengan terlebih dahulu meneteskan minyak emersi pada gelas objek. Pengamatan pada pembesaran 1000x. Setiap 100 sel leukosit yang ditemukan, dihitung dan dikelompokkan kedalam kelompok neutrofil, eosinofil, limfosit, monosit dan basofil. Hasil yang diperoleh merupakan presentase dari masing-masing jenis leukosit. Jumlah sel leukosit absolut diperoleh dengan cam presentase masing-masing jenis sel leukosit dikalikan dengan jumlah sel leukosit total. Mikroskop dibersihkan dengan xylol setelah selesai pengamatan. Skema prosedur preparat ulas darah dapat dilihat pada Bagan 6.

c. Uji Hambatan Hemaglutinasi (HI)

Penelitian ini menggunakan uji HI yang mengacu pada metoda Senda et al.

(1986) dengan modifikasi.

Prosedur uji HI adalah sebagai berikut : Sampel serum yang telah diabsorbsi dengan kaolin 25% dan sel darah merah babi pekat, diencerkan 2 kali pada lempeng mikrotiter dengan 96 lubang dasar V (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 18). Pada lubang pertama dengan menggunakan pipet single channel 100 pl (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 32) dimasukkan 25 pl serum. Pada semua lubang dimasukkan pengencer

ditambahkan sel darah merah babi 0,5% (Lampiran Pembuatan Media Nomor 19) sebanyak 50 pl pada semua lubang dan selanjutnya diinkubasikan pada suhu 4' C semalam. Pembacaan hasil dilakukan keesokkan harinya. Terbentuknya ag lut inasi menunjukkan bahwa serum tersebut tidak mengandung antibodi terhadap CPV, sedangkan apabila tidak terjadi aglutinasi tetapi yang terjadi adalah pengendapan sel darah merah babi, maka serum tersebut mengandung antibodi terhadap CPV. Banyaknya antibodi dalam serum dinyatakan dalam titer yang dihitung sampai pengenceran keberapa terjadi pengendapan sel darah merah babi. Satuannya adalah HI unit

.

Skema prosedur uji HI dapat dilihat pada Bagan 7.

d. Isolasi CPV dari feses pada biakan jaringan FK

Isolasi dilakukan dengan membuat 10% suspensi feses dalam PBS steril dan kemudian dibeku-cairkan sebanyak 3 kali, lalu disentrihs (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 30) dengan kecepatan 1500xg selama 10 menit. Supernatan disaring dengan menggunakan milipore filter ukuran 45 pm (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 11) sebelum diinokulasikan pada biakan jaringan FK yang telah membentuk 40% jaringan selapis pada tissue cultureflask kecil (25 cm2) (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 41). Media yang digunakan adalah media pemelihara (MM) (Lampiran Pembuatan Media Nomor 10). Biakan jaringan tersebut diinkubasikan pada suhu 37' (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 13) selarna 5 sampai 7 hari. Pengamatan dilakukan setiap hari dengan melihat ada tidaknya CPE dibawah mikroskop. Apabila CPE terbentuk maka suspensi tersebut mengandung isolat virus. Apabila CPE tidak terlihat maka perlu dilakukan pasase buta sebanyak 3 kali sebelum inokulum tersebut dinyatakan negatif virus. Skema prosedur isolasi CPV dapat dilihat pada Bagan 8. Biakan jaringan FK normal dan CPE dapat dilihat pada gambar 5 dan 6.

e. Identifikasi lsolat Virus dengan Uji Hemaglutinasi (HA)

Isolat yang diperoleh diperbanyak dalam biakan jaringan FK dibekucairkan sebanyak 3 kali, lalu disentrihs dengan kecepatan 1500xg (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 30) selama 10 menit. Supernatan yang diperoleh digunakan dalam uji HA untuk mengetahui terbentuknya aglutinasi atau tidak.

Uji HA yang digunakan dalam penelitian ini mengacu pada metoda Senda et al.

Prosedur uji HA adalah sebagai berikut : Isolat (antigen) diencerkan secara seri dengan kelipatan dua. Pada pengujian ini menggunakan lempeng mikrotiter 96 lubang dengan dasar V (Lampiran Bahan dan alat Nomor 18). Pada lubang pertama dengan menggunakan pipet single channel 100 pl (Lampiran Bahan dan Alat Nomor 32) dimasukkan 25 pl antigen. Pada semua lubang dimasukkan larutan Buffered Saline Solution (BBSS) yang mengandung 0,5% Bovine Serum Albumin (BSA) (Lampiran Pembuatan Media Nomor 3), kemudian dilakukan pengenceran dengan menggunakan pipet multichanel 5 pI- 50 pl (Lampiran Bahan dan alat Nomor 25), pada lubang terakhir dibuang 25 p1. Sebanyak 50 pl sel darah merah babi 0,5% (Lampiran Pembuatan Media Nomor 19) dengan menggunakan pipet multichanel 5 p1- 50 pl (Lampiran Bahan dan alat Nomor 25) dimasukkan ke dalam semua lubang kemudian diinkubasikan pada suhu 4' C semalam. Pembacaan hasil dilakukan keesokkan harinya. Terbentuknya aglutinasi menunjukkan bahwa isolat tersebut kemungkinan adalah CPV, sedangkan apabila tidak terjadi aglutinasi tetapi yang terjadi adalah pengendapan sel darah merah babi, maka isolat tersebut bukan CPV. Banyaknya virus dinyatakan dalam titer yang dihitung sampai pengenceran keberapa terjadi aglutinasi sel darah merah babi. Satuannya adalah HA unit. Konfirmasi CPV dilakukan dengan melakukan uji HI terhadap standar antisera CPV. Skema prosedur uji HA dapat dilihat pada Bagan 9.

-

Peubah yang Diamati

1. Gejala klinis:

Gejala klinis yang diamati setelah inokulasi adalah suhu tubuh, lesu, muntah, anoreksia dan diare. Suhu tubuh yang diamati adalah perbedaan suhu yang terjadi setiap hari (A0 C = selisih

"

C).

2. Gambaran Hematologi

Gambaran hematologi yang diamati adalah gambaran jurnlah sel darah putih (leukosit) total dan hitung jenis leukosit atau diferensiasi leukosit (jumlah neutrofil, eosinofil, limfosit, monosit dan basofil).

3. Serologi:

4. Isolasi CPV dari feses: a. Pengamatan fisik:

Feses diarnati konsistensi dan wamanya. b. Pemeriksaan laboratoris:

Isolasi CPV dari feses yang ditumbuhkan dalam biakan jaringan FK, kemudian diamati terbentuknya efek sitopatik (Cythopathic eflecr-CPE). Uji identifikasi dengan uji HA diamati terjadinya aglutinasi dengan sel darah merah babi, bila positif dilanjutkan dengan uji HI dengan menggunakan antiserum spesifik CPV.

Analisis Data Penelitian

HASIL DAN PEMBAHASAN

Penggunaan anjing lokal dalam penelitian ini karena mudah didapat, murah dan relatif tenangoinak. Selain itu anjing lokal belum pernah diteliti dalam kaitannya dengan infeksi CPV. Umur anjing saat diinokulasikan isolat lokal CPV (RIVS 57) adalah 2 bulan karena predisposisi infeksi CPV adalah anjing-anjing yang berumur kurang dari 6 bulan (Houston et al. 1996; Hoskins 1997; Sajuthi 2001).

Isolat lokal CPV (RIVS 57) dipakai dalam penelitian ini ditujukan untuk mengamati patogenesitas virus lokal pada dosis inokulasi lo5** TCIDSo /ml sesuai dengan dosis dalam penelitian Meunier et al. (1985).

Jaringan ginjal kucing (Feline Kidney tissue = FK tissue) merupakan jaringan lestari yang paling sensitif untuk mengidentifikasi CPV karena dapat menimbulkan efek sitopatik (Cythopathic Eflect = CPE) (Joshi et al. 1998), yang te jadi pada 2-3 hari setelah inokulasi. Perkembangan virus pada biakan jaringan tersebut ditandai dengan terbentuknya sel yang berbentuk bulat, pelepasan sel-sel dan adanya badan inklusi intrarluklear (Joshi et al. 1998). Sendow dan Syafriati (2003) menegaskan bahwa jaringan ginjal kucing merupakan jaringan yang paling sensitif untuk menjaring isolat

yang berasal dari lapang

.

s

Di Indonesia, sel darah merah babi dan monyet ekor panjang lazim digunakan untuk penelitian CPV (Sajuthi 2001). Pada penelitian ini sel darah merah babi digunakan untuk uji hemaglutinasi karena sel darah merah babi paling sensitif dalam menghasilkan titer yang tinggi.

Hasil

1. Pengamatan Gejala Kl inis

[image:51.595.114.516.98.197.2] [image:51.595.158.439.330.535.2]

Tabel 3. Hasil Pengamatan Gejala Klinis

Grafik I menunjukkan perbedaan suhu tubuh yang terjadi setelah dilakukan inokulasi. Sebelum inokulasi suhu tubuh hewan rata-rata 38,06" C. Pada aplikasi oral, peningkatan suhu dapat mencapai rata-rata 1,335 "C pada hari pertama pasca inokulasi,

Keterangan: N : Normal; (+) : positf ; (-) : negatif ;* 24 jam pertama Anoreksia Lesu'

+

+

+

+

+

+

No. 1 2 3 4 5 6

kemudian pada hari ke-2 terjadi penurunan sebesar 0,36 "C dan suhu terendah terjadi pada hari ke-3 menurun sebesar 1,705"C dari hari pertama. Peningkatan suhu tertinggi

Vomit Kode C D E F G H

terjadi pada anjing kode C sebesar 1,42" C pada hari pertarna pasca inokulasi.

Diare

Grafik 1. Hasil Rerata Perbedaan Suhu Tubuh

Selaput Lendir

Pada aplikasi intravena, peningkatan suhu terjadi sebesar 0,8425 pada hari pertama pasca inokulasi, kemudian suhu terendah terjadi pada hari ke-2 menurun sebesar 1,735"C. Selanjutnya suhu tubuh berfluktuasi sampai hari ke 21. Peningkatan suhu tertinggi hari pertama pasca inokulasi terjadi pada anjing kode E sebesar 1,3 1" C.

2. Hematologi

Tabel 4 menggambarkan nilai hematologi terhadap total leukosit clan jumlah absolut diferensiasi leukosit pada hari ke-0 (kontrol) dan hari ke-I, 3 dan 7 pasca inokulasi.

Tabel 4. Hasil Hematologi

Lcu kosit

Eosinofil

Neu trofil

Limfosit KODE C D T: Rata-rata E F G H

x

Rata-mta C D

x

Rata-rata E F G H T: Rata-rata C D

x

Rata-rata E F G H T: Rata-rata C D

x

Rata-rata E F G H

x

Rata-rata HARl

0 1

15500 14600 30100 15050 14700 10100 13600 7200 45600 11400 775 438 1213 606,s 588 404 272 144 1408 352 9300 10366

1 %66

9833 91 14 6363 9520 5400 30397 7599,25 4650 3358 8008 4004 4263 2828 3536 1440 12067 3016,75

3 7

(/PI)

11000 12700 23700

1 1850

13600 10900 6700 12800 44000 11000 (/PI) 220 254 474 237 680 327

20 1

384 1592 398 (IN) 7700 9144 16844 8422 8024 6976 4623 9728 29351 7337,75 (/PI) 2420 2794 5214 2607 4080 3270 1675 2304 11329 2832,25 14500 13500 28000 14000 12900 13500 9500 11000 46900

1 1725

290 540 830 415 258 540 285

220

-

1303 325,75 10295 9585 19880 9940 9030 7%5 5890 7700 30585 7646,25 3625 2700 6325

3 162,s

3225 4455 2850 2750 13280 3320 11500 17500 29000 14500 11500 14100 loo00 13500 49100 12275 230 700 930 465 575 282 400 270 1527 381,75 7475 10500 17975 8987,5 6900 9165 6300 8775 31140 7785 3450 5250 8700

43 50

[image:52.595.113.508.170.688.2]

Keterangan: C-D= aplikasi oral; E-H= aplikasi i n b a w e ~

Monosit

Basofil

[image:53.595.114.517.77.346.2]

Penjelasan tabel 4 diberikan ke dalam bentuk grafik 2 sampai dengan grafik 6.

[image:54.595.120.505.83.239.2]

Grafik 2. Rerata Jumlah Leukosit Grafik 3. Rerata Jumlah Eosinofil

Grafik 3 menunjukkan jumlah sel eosinofil. Pada aplikasi oral tejadi penurunan jumlah sel eosinofil pada hari pertama pasca inokulasi sebesar 60,92% (606,5 menjadi 237), kemudian jumlah sel eosinofil meningkat kembali pada hari ke-3 (415) sampai hari ke-7 (465). Pada aplikasi intravena jumlah sel eosinofil cenderung meningkat pada hari pertama pasca inokulasi sebesar 13,07% (352 menjadi 398), kemudian jurnlah sel eosinofil menurun pada hari ke-3 (325,75) dan meningkat kembali pada hari ke-7 (381,75). Pada aplikasi intravena tidak terdapat perubahan signifikan terhadap jumlah sel eosinofil.

Grafik 4 menunjukkan jumlah neutrofil. Pada aplikasi oral te jadi penurunan jumlah sel neutrofil pada hari pertama pasca inokulasi sebesar 14,35% (9833 menjadi 8422), kemudian jumlah sel neutrofil meningkat pada hari ke-3 (9940) dan menurun pada hari ke-7 (8987,5). Pada aplikasi intravena te jadi peningkatan jumlah sel neutrofil pada hari pertama pasca inokulasi sebesar 3,44% (7599,25 menjadi 7337,75) kemudian menurun pada hari ke-3 (7646,25) sampai hari ke-7 (7785). Jumlah sel

[image:54.595.265.493.94.223.2]

5000 1000 -1 1

0 1 3 7 0 1 3 7

&ri ke _--*--&A- Hari ke

-

-* - - aidw l

Grafik 4. Rerata Jumlah Neutrofil Grafik 5. Rerata Jumlah Limfosit

Grafik 5 menunjukkan jumlah sel limfosit. Pada aplikasi oral terjadi penurunan jumlah sel limfosit pada hari pertama pasca inokulasi sebesar 34,89% (4004 menjadi 2607), kemudian jumlah sel limfosit meningkat kembali pada hari ke-3 (3162,s) sampai hari ke-7 (4350). Pada aplikasi infravena terjadi penurunan jumlah sel limfosit pada hari pertama pasca inokulasi sebesar 6,12% (30 16,75 menjadi 2832,25) kemudian meningkat pada hari ke-3 (3320) sampai hari ke-7 (3632,s). Pada aplikasi oral terlihat jumlah sel limfosit menurun drastis pada hari pertama clan kembali pada posisi semula

pada hari ke-7 sedangkan pada aplikasi infruvena relatif stabil.

Grafik 6 menunjukkan jumlah sel monosit. Pada aplikasi oral terjadi penurunan jumlah sel monosit pada hari pertama pasca inokulasi sebesar 3,71% (606,s menjadi 584), kemudian jumlah sel monosit terus menurun sampai hari ke-3 (482,s) dan meningkat kembali pada hari ke-7 (697,s). Pada aplikasi infruvena jumlah sel monosit tetap pada hari pertama pasca inokul