IDENTIFIKASI KARBOHIDRAT IDENTIFIKASI KARBOHIDRAT Hal
Hal ini untuk dibuat untuini untuk dibuat untuk memenuhi tugak memenuhi tugas mata kuliah Biomolekus mata kuliah Biomolekull
Disusun oleh: Disusun oleh:
Siska
Siska Sri Sri Wahyuni Wahyuni (161810301064)(161810301064)
Wardatul
Wardatul Hasanatil Hasanatil Faizah Faizah (161810301(161810301066)066)
Agung
Agung Susanto Susanto Jati Jati Waseso Waseso (161810301067)(161810301067)
LABORATORIUM BIOKIMIA LABORATORIUM BIOKIMIA
FAKULTAS MATEMATIKA DAN ILMU PENGETAHUAN ALAM FAKULTAS MATEMATIKA DAN ILMU PENGETAHUAN ALAM
UNIVERSITAS JEMBER UNIVERSITAS JEMBER
2018 2018
Uji Kualitatif Karbohidrat
Karbohidrat yang ada di dalam suatu sampel dapat dideteksi dengan berbagai uji diantaranya uji Molisch, uji Bennedict, uji Barfoed, uji Seliwanoff,
uji pati-iodium, uji osazon, uji moore, uji fermentasi, dan lain-lain. Namun pada praktikum ini hanya dilakukan 5 uji, yaitu uji Molisch, uji Bennedict, uji Barfoed,
uji Seliwanoff, uji pati-iodium, anthrone, pembentukan Osason, dan Fehling. Uji Molisch
Uji Molisch ini bukan uji spesifik untuk karbohidrat. Karbohidrat oleh asam sulfat (H2SO4) pekat akan dihidrolisis menjadi monosakarida dan selanjutnya monosakarida mengalami dehidrasi oleh asam sulfat pekat menjadi furfural. Furfural tersebut apabila ditambah dengan α-naphthol akan berkondensasi membentuk senyawa kompleks yang berwarna ungu. Apabila pemberian asam sulfat pada larutan sample yang telah diberi melalui dinding gelas dan secara hati-hati maka warna ungu yang terbentuk berupa cincin furfural pada batas antara larutan sample dengan asam sulfat dan itu menunjukkan bahwa
larutan sample tersebut mengandung karbohidrat (Sudarmadji et all, 1986 ). Prosedur Singkat Uji Karbohidrat dengan menggunakan Molisch:
1. asam sulfat pekat selalu ditambahkan melalui dinding pada larutan
2. Asam Sulfat masing masing dimasukkan 1 ml larutan glukosa 0,01 M, 0,02 M dan air
3. segera ditambahkan kedalam masing masing tabung 2 tetes pelarut molisch dan dikocok dengan hati-hati
4. lalu dialirkan kedalam masing masing tabung dengan hati hati 1 ml asam sulfat pekat (caranya tabung dimiringkan 45° dan dialirkan asam sulfat pekat melalui dinding dengan pipet tetes perlahan-lahan
5. Amati perubahannya
Uji molisch menggunakan pereaksi molisch untuk mengetahui terjadinya reaksi dehidrasi yang merupakan sifat karbohidrat jika direaksikan dengan asam
mineral kuat. Monosakarida dengan asam sulfat pekat terdehidrasi menjadi furfural atau turunannya. Furfural atau turunannya ini membentuk warna persenyawaan berwarna dengan α-naphthol atau persenyawaan aromatic lain. Uji molisch berdasarkan sifat ini yaitu pembentukan kompleks violet atau ungu dengan α-naphthol (Darjanto et all,1988).
Warna yang terjadi disebabkan oleh kondensasi furfural atau derivatnya dengan alfa-naftol menghasilkan senyawa kompleks berwarna merah-ungu.
Thymol dapat dipakai sebagai pengganti alfa-naftol. Thymol juga lebih stabil daripada alfa-naftol dan pada penyimpanan yang lama tidak berubah warna.
Uji Benedict
Uji Benedict adalah untuk membuktikan adanya gula pereduksi. Gula pereduksi adalah gula yang mengalami reaksi hidrolisis dan bisa diurai menjadi sedikitnya dua buah monosakarida. Karateristiknya tidak bisa larut atau bereaksi secara langsung dengan Benedict, contohnya semua golongan monosakarida,
sedangkan gula non pereduksi struktur gulanya berbentuk siklik yang berarti bahwa hemiasetal dan hemiketalnya tidak berada dalam kesetimbangannya,
contohnya fruktosa dan sukrosa. Dengan prinsip berdasarkan reduksi Cu2+ menjadi Cu+ yang mengendap sebagai Cu2O berwarna merah bata. Untuk menghindari pengendapan cuco3 pada larutan natrium karbonat (reagen Benedict), maka ditambahkan asam sitrat. Larutan tembaga alkalis dapat direduksi oleh karbohidrat yang mempunyai gugus aldehid atau monoketon bebas, sehingga sukrosa yang tidak mengandung aldehid atau keton bebas tidak dapat mereduksi larutan Benedict (Zulfikar, A. 2010). Reaksi yang terjadi adalah sebagai berikut:
O O
║ ║
R—C—H + Cu2+ 2OH- → R—C—OH + Cu2O Gula Pereduksi Endapan Merah Bata Prosedur Singkat:
1. 3 tabung reaksi disiapkan.
2. Masing-masing tabung reaksi diisi dengan Glukosa 1%, Fruktosa 1% dan Sukrosa 1% sebanyak 1 ml.
3. Reagent benedict ditambahkan pada masing-masing tabung 2 ml. 4. Perubahan yang terjadi diamati.
5. Larutan dipanaskan sampai mendidih selama 10 menit. 6. Percobaan diulangi sekali lagi.
7. Perubahan yang terjadi diamati.
Uji Uji Fehling
Prinsip dari metode fehling yaitu menggunakan gugus aldehid pada gula untuk mereduksi senyawa Cu2SO4 menjadi Cu2O (enpadan berwarna merah bata) setelah dipanaskan pada suasana basa (Benedict dan Fehling) atau asam
Prosedur umum
Uji Barfoed
Uji Barfoed adalah uji untuk membedakan monosakarida dan disakarida dengan mengontrol kondisi pH serta waktu pemanasan. Monosakarida akan mereduksi Cu2+ dalam suasana asam lemah (CH3COOH), menghasilkan endapan yang berwarna merah bata dari Cu2O.
Uji Seliwanoff : reaksi Seliwanoff disebabkan perubahan fruktosa oleh asam klorida panas menjadi levulinat dan hidroksimetilfurfural selanjutnya kondensasi hidroksi metil dengan resorsinol akan menghasilkan senyawa sakrosa yang mudah dihidrolisa menjadi glukosa akan membentuk reaksi yang positif dengan warna merah tua.
Tujuan :membedakan fruktosa dengan senyawa Karbohidrat lainnya. Sample glukosa
-dikocok -dipanaskan
-dimasukkan sepotong irisan tipis pisang mantah dan pisang masak kedalam tabung reaksi yg berbeda
- di hancurkan irisan tipis pisang
-di tambahkan 2 ml larutan fehling pada masing-masing tabung reaksi
Endapan berwarna merah bata
Reagent Fehling
Sampel Reagen Barfoed
-dipanaskan Warna merah bata
Dasarnya:fruktosa yang direaksikan dengan pereaksi Seliwanoff yang terdiri dari resorsinol dan asam klorida akan membentuk senyawa baru berwarna merah. Adapun komposisi dari reagen saliwanoff adalah 0,05 g
resorcinol dalam 100 ml asam klorida.
Uji Pati-Iodium :uji Iodin untuk membedakan amilum dan glikogen juga untuk pembentukan kompleks Pati-Iodium
Tujuan : membedakan polisakarida dari disakarida dan monosakarida
Dasarnya:molekul Pati mempunyai struktur tiga dimensi berupa spiral, dalam struktur ini molekul Pati dapat mengikat molekul Iodium secara fisik dengan cara menempatkan Iodium tersebut kedalam spiral sehingga kompleks tersebut berwarna biru. Bila larutan dipanaskan, struktur spiral akan hilang sehingga Pati tidak dapat lagi mengikat Iodium, akibatnya warna biru juga hilang. Monosakarida dan disakarida tidak menimbulkan warna biru dengan Iodium. Adapun komposisi dari reagen iodin adalah 0,127 g I2 dalam 100 ml air yang mengandung 3 g KI. Diluar dari reagen iodine juga diberikan penambahan berupa HCl encer.
Larutan karbohidrat 1% : glukosa, fruktosa, galaktosa, maltosa, laktosa, sukrosa dan amilum
Hasil
Menambahkan masing-masing 2 tetes ke dalam tabung reaksi yang berisi 2 ml reagen saliwanoff Memasukkan tabung reaksi ke dalam penangas air mendidih selama 1 menit atau hingga terbentuk warna merah tua pada beberapa tabung reaksi
Larutan karbohidrat 1% : glikogen, inulin, amilosa, selulosa
Hasil
Mengasamkan 1 ml larutan karbohidrat 1% dengan HCl encer
Menambahkan 2 tetes iodine pada masing-masing tabung reaksi
Uji Kuantitatif Uji kuantitatif pada karbohidrat
1. Metode Fisika
Ada dua (2) macam, yaitu : a. Berdasarkan indeks bias
Cara ini menggunakan alat yang dinamakan refraktometer. Refraktometer adalah alat yang digunakan untuk mengukur kadar/ konsentrasi bahan terlarut. Misalnya gula, garam, protein, dsb. Prinsip kerja dari refraktometer sesuai dengan namanya adalah memanfaatkan refraksi cahaya. Pengukurannya didasarkan atas prinsip bahwa cahaya yang masuk melalui prisma-cahaya hanya bisa melewati bidang batas antara cairan dan prisma kerja dengan suatu sudut yang terletak dalam batas-batas tertentu yang ditentukan oleh sudut batas antara cairan dan alas. Yaitu dengan rumus :
X = [(A+B)C - BD)] dimana :
X = % sukrosa atau gula yang diperoleh A = berat larutan sampel (g)
B = berat larutan pengencer (g)
C = % sukrosa dalam camp A dan B dalam tabel D = % sukrosa dalam pengencer B –
Prosedur Singkat:
Refraktometer dibersihkan terlebih dahulu dengan tisu ke arah bawah
Refraktometer ditetesi dengan aquadest atau larutan NaCl 5% pada bagian
prisma dan day light plate
Refraktometer dibersihkan dengan kertas tissue sisa aquadest / NaCl yang
tertinggal
Sampel cairan diteteskan pada prisma 1 – 3 tetes
Skala kemudian dilihat ditempat yang bercahaya dan dibaca skalanya Kaca dan prisma dibilas dengan aquades / NaCl 5% serta dikeringkan
dengan tisu, dan
b. Berdasarkan rotasi optis
Cara ini digunakan berdasarkan sifat optis dari gula yang memiliki struktur asimetrs (dapat memutar bidang polarisasi) sehingga dapat diukur menggunakan alat yang dinamakan polarimeter atau polarimeter digital (dapat diketahui hasilnya langsung) yang dinamakan sakarimeter . Menurut hokum Biot; “besarnya rotasi optis tiap individu gula sebanding dengan konsentrasi larutan dan tebal cairan” sehingga dapat dihitung menggunakan rumus :
[a] D20 = 100 A L x C
[a] D20 = rotasi jenis pada suhu 20 oC menggunakan
D = sinar kuning pada panjang gelombang 589 nm dari lampu Na A = sudut putar yang diamati
C = kadar (dalam g/100 ml) L = panjang tabung (dm) sehingga C = 100 A L x [a] D20
2. Metode Kimia
Metode ini didasarkan pada sifat mereduksi gula, seperti glukosa, galaktosa, dan fruktosa (kecuali sukrosa karena tidak memiliki gugus aldehid). Fruktosa meskipun tidak memiliki gugus aldehid, namun memiliki gugus alfa hidroksi keton, sehingga tetap dapat bereaksi. Dalam metode kimia ini ada dua (2) macam cara yaitu :
Titrasi
Untuk cara yang pertama ini dapat melihat metode yang telah distandarisasi oleh BSN yaitu pada SNI cara uji makanan dan minuman nomor SNI 01-2892-1992. Spektrofotometri
Adapun untuk cara yang kedua ini menggunakan prinsip reaksi reduksi CuSO4 oleh gugus karbonil pada gula reduksi yang setelah dipanaskan terbentuk endapan kupru oksida (Cu2O) kemudian ditambahkan Na-sitrat dan Na-tatrat serta asam
fosfomolibdat sehingga terbentuk suatu komplek senyawa berwarna biru yang dapat diukur dengan spektrofotometer pada panjang gelombang 630 nm.
Prosedur Singkat:
1. Menentukan Kadar Karbohidrat dalam Bahan
Tahap pertama yang dilakukan adalah menyiapkan sampel cair. Sampel cair yang diambil dengan 3 konsentrasi berbeda yaitu 0,2 ml; 0,3 ml dan 0,4 ml. Kemudian masing-masing sampel ditambahkan 1 ml reagen Nelson Samogy untuk mereduksi kuprioksida menjadi kuprooksida. Setelah itu dipanaskan selama 20 menit untuk melarutkan dan mempercepat reaksi kimia. Tambahkan 1 ml arsenomolibdat untuk mereduksi endapan kuprooksida menjadi molibdine blue berwarna biru. Kemudian menera larutan dengan 10 ml aquades, agar larutan
tidak terlalu pekat. Setelah itu divortex untuk menghomogenkan dan masukan ke dalam kuvet yaitu tempat untuk pembacaan absorbansi dan tahap terakhir masukan ke spektrofotometer yaitu alat untuk mengukur absorbansinya dengan panjang gelombang 540 nm. Pengukuran absorbansi didasarkan pada warna biru
yang dihasilkan dari proses reduksi arsenomolybdat menjadi molybdine blue. 2. Analisa Sampel
Untuk melakukan analisis sampel, 0,5 ml sampel yang telah dibuat dimasukkan ke masing-masing labu takar. Setelah itu tambahkan larutan lowry sebanyak 2 ml akan mengikat protein dengan lowry menjadi Cu. Kemudian ditunggu 10 menit untuk mengoptimalkan reaksi. Ditambahkan Folin sebanyak 0,2 ml, Cu yang terbentuk akan mengikat Folin membentuk senyawa berwarna biru untuk diamati absorbansnya dengan alat spektrofotometer. Selanjutnya ditera dengan aquades hingga tanda batas kemudian ditunggu selama 1 jam untuk mengoptimalkan reaksi. Setelah itu diamati absorbansinya dengan alat spektrofotometer pada 750 nm, gelombang tersebut warna biru yang dihasilkan oleh ikatan Cu dan folin dapat terbaca dengan baik oleh spektofotometer
Cara Luff Schoorl
Prinsip: Monosakarida dioksidasi oleh CuO dari reagen Luff Schoorl menjadi Cu2O.kemudian kelebihan CuO dari reagen luff Schoorl akan bereaksi dengan KI suasana asam membentuk I2 yang akan bereaksi dengan cara dititrasi dengan Na-tiosulfat dengan indikator amilum .
Persiapan Sampel
Pada prosedur kerja dalam praktikum ini, sampel yang ingin dilakukan pengujian telah tersedia sehingga dalam praktikum ini kami tidak melakukan proses
persiapan sampel.
Prosedur Kerja Analisa
Berikut prosedur kerja pengujiannya:
Pipet sample sebanyak 5 ml ke dalam erlenmeyer kemudian tambahkan 35 ml aquades dan 10 ml larutan luff.
Panaskan sampai mendidih
Dinginkan dalam wadah berisi air.
Tambahkan 10 ml larutan KI 25% dan 17 ml H2SO4 6N perlahan-lahan lewat dinding.
Tambahkan 2 ml amilum, amati perubahan warna yang terjadi (biru tua). Titrasi dengan larutan Natrium tiosulfat 0,005N sampai warna biru tua
hilang.
Catat volume titrasi. 3. Metode Nelson-Somogyi
Metode ini dapat digunakan untuk mengukur kadar gula reduksi dengan menggunakan pereaksi tembaga arseno molibdat. Kupri mula-mula direduksi menjadi bentuk kupro dengan pemanasan larutan gula. Kupro yang terbentuk selanjutnya dilarutkan dengan arseno molibdat menjadi molibdenum berwarna biru yang menunjukkan ukuran konsentrasi gula dan membandingkannya dengan larutan standar sehingga konsentrasi gula dalam sampel dapat ditentukan. Reaksi warna yang terbentuk dapat menentukan konsentrasi gula dalam sampel dengan mengukur absorbansinya. (Sudarmadji.S, 1984)
Cara Kerja :
Diambil 1 ml larutan sampel.
Ditambahkan 1 ml reagen Nelson pada tiap-tiap tabung reaksi dan
dipanaskan dalam air mendidih selama 20 menit, kemudian didinginkan 5 menit dalam air mengalir.
Ditambahkan 1 ml reagen arsenomolibdat pada tiap-tiap tabung reaksi,
dikocok sampai homogen dan larut sempurna.
Ditambahkan 7 ml aquadest pada tiap-tiap tabung reaksi, kemudian
dikocok.
Ukur absorbansi pada spektrofotometer dengan panjang gelombang 540
nm.
Kadar gula reduksi sampel ditentukan dengan menggunakan persamaan
kurva standard.
4. Metode enzimatis
Untuk metode enzimatis ini, sangat tepat digunakan untuk penentuan kagar suatu gula secara individual, disebabkan kerja enzim yang sangat spesifik. Contoh enzim yang dapat digunakan ialah glukosa oksidase dan heksokinase Keduanya digunakan untuk mengukur kadar glukosa.
Glukosa oksidase
D- Glukosa + O2 oleh glukosa oksidase à Asam glukonat dan H2O2
H2O2 + O-disianidin oleh enzim peroksidase à 2H2O + O-disianidin teroksdasi yang berwarna cokelat (dapat diukur pada l 540 nm).
Heksokinase
D-Glukosa+ATP oleh heksokinase à Glukosa-6-Phospat+ADP Glukosa-6-Phospat + NADP+ oleh glukosa-6-phospat dehidrogenase à Glukonat-6-Phospat + NADPH + H+ Adanya NADPH yang dapat berpendar (memiliki gugus kromofor) dapat diukur pada l334 nm dimana jumlah NADPH yang terbentuk setara dengan jumlah glukosa.
Menggunakan enzim spesifik untuk karbohidrat yang akan diuji. Contoh enzimnya yaitu glukosa oksidase dan heksokinase.
5. Metode Dinitrosalisilat (DNS)
Prinsip:
Metode ini digunakan untuk mengukur gula pereduksi dengan teknik kolorimetri. Teknik ini hanya dapat mendeteksi satu gula pereduksi, misalnya glukosa. Glukosa memiliki gugus aldehida, sehingga dapat dioksidasi menjadi gugus
karboksil. Gugus aldehida yang dimiliki oleh glukosa akan dioksidasi oleh asam 3,5-dinitrosalisilat menjadi gugus karboksil dan menghasilkan asam 3-amino-5-salisilat pada kondisi basa dengan suhu 90-100oC. Senyawa ini dapat dideteksi dengan spektrofotometer pada panjang gelombang 540 nm.
Cara membuat pereaksi DNS :
Sebanyak 5 g asam 3,5-dinitrosalisilat dan 5 g NaOH 2 N dilarutkan dalam 100 mL aquades (larutan A).
Sebanyak 150 g natrium kalium tartarat dilarutkan dalam 200 mL aquades (larutan B). Larutan A dan B dicampur, lalu ditera dalam labu takar
dengan aquades hingga volume akhirnya menjadi 500 mL, kemudian diaduk dengan pengaduk magnetik selama satu malam.
Cara kerja :
Buat larutan glukosa standar dengan konsentrasi masing-masing 0, 200, 400, 800, 1200, 1600, dan 2000 ppm.
Masing-masing larutan diambil 1 mL, lalu tambahkan 3 mL pereaksi DNS.
Kemudian, masing-masing larutan divorteks dan dipanaskan dalam air mendidih selama 5 menit.
Setelah dingin, masing-masing larutan diencerkan 5 kali dan divorteks kembali.
Ukur absorbannya dengan spektrofotometer pada panjang gelombang 540 nm, kemudian buat persamaan liniernya sebagai kurva standar.
Pengukuran kadar gula pereduksi pada sampel dilakukan dengan cara mengambil 1 mL sampel kemudian ditambahkan 3 mL pereaksi DNS. Proses selanjutnya sama seperti pada larutan glukosa standar, kemudian
nilai pengukuran yang diperoleh diplot pada kurva standar.
6. Metode Asam Fenol Sulfat
Prinsip:
Metode ini disebut juga dengan metode TS (total sugar) yang digunakan untuk mengukur total gula. Metode ini dapat mengukur dua molekul gula pereduksi.
Gula sederhana, oligosakarida, dan turunannya dapat dideteksi dengan fenol dalam asam sulfat pekat yang akan menghasilkan warna jingga kekuningan yang stabil.
Cara Kerja:
Buat larutan glukosa standar dengan konsentrasi masing-masing 0, 100, 200, 300, 400, dan 500 ppm.
Masukkan 0,5 mL dari masing-masing larutan ke dalam tabung yang terpisah, kemudian rendam dalam air, lalu tambahkan 0,5 mL fenol 5% dan 2,5 mL H2SO4 pekat dengan hati-hati melalui dinding tabung. Biarkan selama 10 menit, lalu vorteks dan biarkan kembali selama 20
menit.
Ukur absorbannya dengan spektrofotometer pada panjang gelombang 490 nm, kemudian buat persamaan liniernya sebagai kurva standar.
Pengukuran sampel dilakukan dengan cara memasukkan 0,5 mL larutan sampel ke dalam tabung, lalu rendam dalam air, kemudian tambahkan 0,5 mL fenol 5% dan 2,5 mL H2SO4 secara hati-hati.
Proses selanjutnya sama seperti pada larutan glukosa standar, kemudian nilai pengukuran yang diperoleh diplot pada kurva standar.
Isolasi Dan Karakterisasi Amilum/Amilosa/Amilopektin Pati atau Amilum adalah suatu polisakarida yang mengandung amilosa dan amilopektin. Amilosa merupakan polisakarida berantai lurus bagian dari butir- butir pati yang terdiri atas molekul-molekul glukosa -1,4-glikosidik . Amilosa merupakan bagian dari pati yang larut dalam air dan bila ditambah dengan iodium akan memberikan warna biru.Amilopektin merupakan bagian dari pati yang tidak larut dalam air Amilopektin dengan iodium memberikan warna ungu hingga merah (Lehninger, 1988).
A. Menghitung Kadar Pati Atau Amilum dalam Sampel
Uji Kuantitatif pada sampel
Ditimbang 50 gr sampel
Dihaluskan sampel dan ditambahkan 100 ml aquadest Dipisahkan antara ampas pati dengan cairannya
Disaring cairan dengan corong bunchner
Dikeringkan pati yang terdapat pada kertas saring dengan oven sampai kering Dicatat berat pati dan dihitung persentase kadar pati dalam sampel Pati dalam sampel harus diketahui terlebih dahulu untuk menghitung
kadar amilosa dan amilopektin hasil isolasi
B. Karakterisasi Amilum dan Amilopektin
Perbedaan sifat – sifat amilosa dan amilopektin
Perbedaan sifat-sifat amilosa dan amilopektin mengenai reaksi dengan iodin, krisnalitas ,kelarutan dalam air, dan kemantapan dalam larutan banyak air dapat dilihat pada Tabel perbandingan berat amilosa dan amilopektin yang
terkandung dalam granula pati dengan demikian menentukan sifat-sifat granula yang bersangkutan.
Tabel. Perbedaan sifat – sifat amilosa dan amilopektin
Karakterisasi dapat dilakukan dengan beberapa uji:
Uji dengan iodium, berdasarkan reaksi amilosa dan amilopektin memberikan warna yang berbeda. Larutan pati didiamkan sampai mengendap dan dipisahkan dari supernatannya. Masing-masing dimasukkan kedalam tabung reaksi dan ditambahkan iodium. Berdasarkan literatur maka amilosa akan memberikan warna biru kelam dan amilopektin merah bata hingga merah-ungu.
Uji yang kedua dapat dilakukan dengan uji hidrolisis pati, larutan pati ditambahkan asam, yakni HCl pekat, agar larutan bersifat asam. Larutan yang bersifat asam ini dipanaskan akan terhidrolisis menjadi senyawa-senyawa yang lebih sederhana. Hasil dari hidrolisis ini adalah berubahnya amilum menjadi glukosa karena amilum mengandung amilosa atau amilopktin yang merupakan polimer dari glukosa, oleh sebab itu amilum dihidrolisis akan menghasilkan glukosa. Hidrolisis sempurna apabila menjadi senyawa yang lebih sederhana yang terdeteksi pada perubahan warna. Pembentukan glukosa ini dibuktikan dengan uji benedict selanjutnya. Tapi sebelum dilakukan uji benedict, larutan yang dihasilkan dinetralkan
Sifat – Sifat Amilosa Amilopektin Reaksi dengan Iodin Biru kelam Merah Ungu
Berat molekul 250.000 1.000.000
Analisis sinar-X Kristalinitas tinggi Amorf
Kelarutan dalam air Larut Tak larut
Kemantapan dalam
dengan larutan NaOH 10% karena larutan bersifat asam setelah penambahan HCl pekat. Larutan yang sudah netral atau sampai basa tersebut ditambahkan pereaksi benedict dan dipanaskan. Hasilnya diperoleh larutan bewarna hijau dan terbentuk endapan merah bata. Ini menunjukkan hasil positif adanya gula pereduksi pada larutan amilum tersebut. Gula perduksi yang mengandung gugus aldehida atau keton bebas akan mereduksi ion Cu2+ dalam suasana alkalis, menjadi Cu+, yang mengendap sebagai Cu2O (kupro oksida) berwarna merah bata. Ini ditunjukkan pada reaksi dibawa ini,
C. Isolasi Amilosa dan Amilopektin
Isolasi amilosa dan amilopektin berdasarkan sifat kelarutan dalam air. Amilosa larut dalam air panas membentuk molekul rantai terbuka, sedangkan amilopektin tidak larut dan memiliki molekul yang lebih besar. Menggunakan larutan pengkompleks maka amilosa yang larut akan membentuk amilosa-kompleks dan supernatan. Berdasarkan pembentukan amilosa-amilosa-kompleks dan supernatan maka amilosa dan amilopektin dapat dipisahkan. Larutan pengisolasi pada metode salting out berupa larutan MgSO4 jenuh dan pada metode complexing agent berupa butanol akan membentuk ikatan kompleks dengan pati yang mengandung amilosa. Jadi semakin banyak larutan pengompleks semakin banyak pula pati kandungan amilosa yang terikat sehingga amilosa kompleks berupa endapan bisa dipisahkan dari amilopektin (Yuliasih, 2008).
Bahan yang digunakan untuk proses isolasi amilosa dan amilopektin dengan metode salting out dan complexing agent adalah sampel amilum atau pati, aquades sebagai solvent / pengencer, asam klorida sebagai pengatur pH, butanol sebagai solvent / reagent pengompleks, metanol sebagai solvent,
MgSO4. Alat yang digunakan adalah Bekker gelas 1000 ml, 2000 ml, oven, erlenmeyer 250 ml, kertas saring, oven, desikator, corong.
Diagram Alir
Isolasi dan Karakterisasi Selulosa
Selulosa adalah zat penyusun tanaman dan berfungsi sebagai struktur dinding sel pada semua jenis tanaman. Selulosa adalah karbohidrat utama yang disintesis oleh tanaman dan menempati hampir 60% komponen penyusun struktur kayu.
Selulosa merupakan senyawa polisakarida yang melimpah di alam. Karakteristik selulosa antara lain muncul karena adanya struktur kristalin dan amorf serta pembentukan mikro fibril dan fibril yang pada akhirnya menjadi serat selulosa. Selulosa bila dihidrolisis oleh enzim selobiase yang cara kerjanya serupa dengan beta-amilase akan menghasilkan dua molekul glukosa dari ujung rantai
Larutan suspensi pati
Endapan amilosa-complex
- Diatur pH ( 4,5 ; 5,5 ; 6,5)
- Dipanaskan pada 90 0C selama 30 menit
- Didinginkan pada temperatur ruang selama 24 jam - Dipisahkan dengan filtrasi
Supernatan
- Dicuci
- Dikeringkan dengan oven pada 70 0C - Ditimbang
- Dicuci - Dipisahkan
- Dikeringkan dengan oven pada 70 0C - Ditimbang
Pati amilopektin Pati amilosa
Persentase pati amilosa dihitung berdasarkan kadar pati dan kadar pati amilopektin didapat dari sisa pengurangan kadar pati oleh pati amilosa
sehingga selobiasa beta-1,4-G-G. Selulosa memiliki kekuatan tarik yang tinggi dan tidak larut dalam kebanyakan pelarut. Hal ini berkaitan dengan struktur serat dan kuatnya ikatan hidrogen.
Berdasarkan derajat polimerisasi dan kelarutan dalam senyawa natrium hidroksida 17.5%, selulosa dapat dibedakan menjadi tiga jenis;
1. Selulosa α (Alpha Cellulose) adalah selulosa berantai panjang, tidak larut dalam NaOH 17.5% atau larutan basa kuat dengan derajat polimerisasi 600-1500. Selulosa α digunakan sebagai penduga atau penentu tingkat kemurnian selulosa.
2. Selulosa β (Betha Cellulose) adalah selulosa berantai pendek, larut dalam larutan NaOH 17.5% atau basa kuat dengan derajat polimerisasi 15-90, dapat mengendap bila dinetralkan
3. Selulosa γ (Gamma Celllulose) adalah sama dengan selulosa β, tetapi derajat polimerisasi yang digunakan kurang dari 15. Selulosa γ terbagi menjadi dua yaitu hemiseluosa dan holoseulosa. Hemiselulosa adalah polisakarida yang bukan selulosa, jika dihidrolisis akan menghasilkan D-manova, D-galaktosa, D-Xylosa, L-arabinosa dan asam uranat. Holoselulosa adalah bagian dari serat yang bebas dari sari dan lignin, terdiri dari campuran semua selulosa dan hemiselulosa.
Selulosa tidak dapat diperoleh dalam keadaan murni. Selulosa hanya dapat diperoleh sebahai hasil yang kurang murni dan sering disebut alpha-selulosa. Alpha selulosa diistilahkan untuk selulosa yang tidak larut dalam larutan natrium hidroksida kuat. Selulosa yang larut dalam media alkali tetapi dapat mengendap
Selulosa
Larutan KOH 17.5%
dari larutan yang dinetralka disebut beta-selulosa. Gamma selulosa adalah nama untuk bagian yang tepat larut meskipun dalam larutan yang dinetralkan. Isolasi selulosa dapat dilakukan dengan metode sebagai berikut;
a. Pemisahan bagian utama poliasa-poliasa dan sisa lignin dari holoselulosa Skala laboratorium diberikan oleh Wise et al holoselulosa diekstraksi dibawah nitrogen dalam dua langkah dengan KOH 5% dan 24%. Selulosa yang dhasilkan dengan menggunakan prosedur ini masih cukup banyak mengandung sisa poliasa dan lignin.Perlakuan yang berulang dengan larutan alkalu yang berbeda dapat mengurangi sisa kandungan poliosa dan lignin. Namun secara simultan derajat polimerisasi, selulosa yang dihasilkan akan menurun. Hamilton dan Quimby mendapatkan bahwa natrium dan litium hidroksida lebih kuat daripada kalium hidroksida dalam menghilangkan poliosa (manan)
