N E W S
OF THE NATIONAL ACADEMY OF SCIENCES OF THE REPUBLIC OF KAZAKHSTAN SERIES OF BIOLOGICAL AND MEDICAL
ISSN 2224-5308
Volume 2, Number 314 (2016), 125 – 137
Сигнальная система передачи питательных веществ у растений имеет свои особенности.
Очень гибкая модель роста растений позволяет им справляться с нехваткой воды, света и ми- неральных веществ в почве координируя генетические программы, которые позволяют им перенаправить энергетические ресурсы и питательные вещества конкретным метаболическим процессам [2, 3].
В течение всего жизненного цикла множество сигнальных путей контролируют рост растений в ответ на внутренние и внешние сигналы окружающей среды. Понимание того, как разные сигнальные пути интегрированы общие механизмы и координируют рост растений остается одним из важных вопросов в биологии растений.
TOR сигнальный путь является консервативным среди эукариот и выполняет общую главную функцию для всех организмов: координирует рост и развитие путем регуляции различных клеточных процессов, таких как аутофагия, трансляция, транскрипция, биогенез рибосом, мета- болическая адаптация в ответ на наличие питательных веществ, факторов роста и энергии [4-8].
TOR киназа выступает в качестве центрального компонента этой сигнальной системы и посредством нескольких белков – партнеров образует мультибелковые комплексы [9].
Настоящий обзор посвящен анализу опубликованных работ в последние годы в области ТOR сигнализации у растений, ее функциям и механизмам регуляции процессов роста и пролиферации клеток, а также метаболизма растений.
Структура и функции TOR сигнальной системы у эукариот. Основным компонентом TOR сигнальной системы является высоко консервативная TOR протеинкиназа семейства фосфатидили- нозитольных киназ (PIKK), которая состоит из нескольких консервативных доменов. mTOR киназа была идентифицирована в 1994–1995 годах тремя независимыми исследовательскими группами, которые выделили белок размером 289kD [4, 5].
Впервые ген TOR был идентифицирован у мутантного штамма Saccharomyces cerevisiae, обладавшего устойчивостью к рапамицину. Рапамицин является антибиотиком группы макро- лидов, выделенным из штамма Streptomyces hygroscopicus, который был найден в почвенном об- разце на острове Пасхи. Первоначально рапамицин планировалось использовать как противо- грибковый препарат, однако исследования показали, что рапамицин подавляет иммунитет и обладал выраженным антипролиферативным действием в культуре клеток. Так, рапамицин блокировал активацию Т-клеток путем ингибирования перехода Т-клеток в S-фазу клеточного цикла [9, 10].
Дальнейшее изучение механизмов действия рапамицина привело к абсолютно неожиданным результатам. Оказалось, что рапамицин ингибирует клеточный белок, которому ученые дали название – TOR (мишень рапамицина, англ. target of rapamycin) [11].
На рисунке 1 представлена структура TOR белка, которая включает до 20 тандемных повторов HEAT-последовательностей (Huntington/elongation factor 3/PP2A subunit/TOR1), FAT домен, FRB область, киназный домен и FATC(C-terminal FAT) терминальный домен [12].
Рисунок 1 – Структура TOR белка
В N-концевой области располагаются НЕАТ-последовательности, которые представляют собой две антипараллельные α-спирали отвечающие за белок-белковые взаимодействия в многокомпонентных белковых комплексах [13].
FRB-домен известный также, как FKBP12(FK506-binding protein of 12)-рапамицин связанный домен обуславливает взаимодействия mTOR и рапамицина [14]. Рапамицин способен связываться с внутриклеточным рецепторным белком – FKBP12, образуя комплекс, который при взаимо- действии с FRB-доменом mTOR, ингибирует активность mTOR сигнального пути [15].
На С-терминальном конце располагаются киназный домен, FATC и FAT домены. Киназный домен отвечает за фосфорилирование основных субстратов mTOR – 4E-BP1 (eIF4E-binding protein) и S6K1 (ribosomal S6 kinase1) [16]. Молекулярные взаимодействия между FATC и FAT доменами определяют активность фосфоинозитид родственных киназ - PIKK (phosphoinositide kinase-related kinases).
С момента первоначального открытия рапамицина был достигнут значительный прогресс в изучении биологических механизмов его воздействия на ткани млекопитающих. Воздействие рапамицином приводило к изменениям в размере и пролиферации клеток, снижению трансляции мРНК. Данный эффект рапамицина явно указывал, что он ингибирует ключевой регулятор кле- точного роста у млекопитающих. Так, дальнейшие исследования показали, что именно TOR киназа чувствительна к рапамицину и в составе сложных белковых комплексов служит центральным регулятором клеточных процессов в ответ на наличие питательных веществ и факторов окру- жающей среды.
В клетках дрожжей и млекопитающих ТOR киназа формирует по крайней мере два струк- турно и функционально различных комплекса TOR комплекс 1 (TOR Complex1, TORC1) и TOR
комплекс 2(TOR Complex2, TORC2), которые регулируют рост и обмен веществ клетки (рису- нок 2) [9].
Рисунок 2 – Структура mTOR комплекса 1(A) и mTOR комплекса 2(Б) у млекопитающих
У млекопитающих mTOR киназа связывается с белками Raptor (Regulatory-associated protein of mTOR), mLST8 (Lethal with sec-13 protein 8), PRAS40 (Proline-rich AKT substrate 40kDa) и Deptor (DEP-domain containing mTOR-interacting) образует рапамицин-чувствительный TOR комплекс 1, который активируется в ответ на факторы роста, инсулин, аминокислоты и энергетический статус клетки [4].
Белок Raptor отвечает за сборку комплекса в целом и взаимодействие TORC1 с субстратами.
Роль mLST8 в mTORC1 пока еще не вполне ясна, так по данным Guertin и коллег, отсутствие данного белка не отражается на активности комплекса in vivo [17]. PRAS40 регулирует киназную активность mTORC1 путем ингибирования связывания Raptor с субстратом. Deptor также негативно регулирует активность комплекса, взаимодействуя с mTOR. После активации mTORC1 фосфорилирует PRAS40 и Deptor, что приводит к ослаблению их взаимодействия с комплексом и как следствие активирует данный сигнальный путь [18, 19].
Так mTOR белок контролирует трансляцию белка посредством регуляции факторов ини- циации и элонгации. Инициация трансляции является одним из лимитирующих этапов в синтезе белка, который требует присутствия комплекса факторов инициации 4F (eIF4F) на 5' кэп структуре мРНК. ТORС1 регулирует трансляцию белка посредством фосфорилирования и последующей инактивацией репрессора трансляции 4E-связывающего белка (4E-BP), что способствует сборке комплекса эукариотических факторов инициации трансляции eIF4F [20].
Кроме того, mTOR регулирует трансляцию фосфорилированием и активацией S6 киназы 1 и 2 (S6K1 и 2). Активированная S6K1 фосфорилирует или связывает несколько белков, включая
эукариотический фактор элонгации 2 (eEF2K), S6K1 Аly/REF (SKAR), ядерный кэп-связывающий белок размером 80 кДа (CBP80) и eIF4B, что способствует регуляции инициации и элонгации трансляции[21,22].Помимо этого, S6K1 и S6K2 активируются во время митоза[23].
Более того, mTOR также контролирует трансляцию белка посредством регуляции биогенеза рибосом. mTOR участвует в синтезе компонентов рибосом, регулируя экспрессию и процессинг пре-рибосомальных РНК, экспрессию рибосомальных белков и синтез 5S рибосомальной РНК [24]. Процесс рибосомального биогенеза включает несколько этапов [25] и определяется не только скоростью синтеза рибосомальных компонентов, но и ядерным импортом рибосомальных белков, сбором рибосом в ядрышко и их экспортом в цитоплазму [26, 27]. Недавние исследования показали, что mTOR совместно с белком ядерных пор RanBP2 (Ran Binding Protein 2) регулирует ядерный транспорт рибосомальных белков [28].
В состав mTOR комплекса 2 входят mTOR, Rictor (Rapamycin insensitive companion of mTOR), SIN1(mammalian stress-activated protein kinase interacting protein), mLST8, Deptor и Protor (Protein observed with rictor-1) белки [9, 29, 30].
TOR комплекс 2 контролирует пространственную организацию роста клеток, регулируя структуру и полярность цитоскелета, а также гликолиз, гликогенез, липогенез и глюконеогенез посредством Akt фосфорилирования. Выживание клеток, пролиферация и метаболизм зависят от активности Akt, которая позитивно регулирует выше названные процессы, путем фосфорили- рования различных эффекторов [4, 20].
Кроме того, mTORC2 регулирует организацию актинового цитоскелета. Именно нокдаун по mTORС2, а не по mTORС1 прекращает полимеризацию актина и клеточное распластывание при добавлении ростовых факторов сыворотки [20].
Активность mTORC2 зависит от уровня глюкозы, при этом аминокислотное голодание не влияет на его киназную активность. Исследования показали, что клеточный баланс АТФ контроли- рует основную киназную активность mTORC2 и фосфорилирование Akt по Thr-450 сайту [31].
Обобщая имеющиеся в литературе данные, можно сказать, что активность комплекса mTORC1 определяет рост клеток (их размер) в ответ на поступление аминокислот, ростовых фак- торов и изменение энергетического ресурса. Под контролем mTORC1 находятся процессы транс- ляции, транскрипции, биогенеза рибосом и аутофагии.
В отличие от млекопитающих, где TOR белок кодируется одним геном, у Saccharomyces сere- visiae было идентифицировано два гомолога TOR гена (TOR1 и TOR2) [33-35]. Они модулируют рост клеток в зависимости от уровня питательных веществ посредством функционального регулирования белкового синтеза, необходимого для перехода клетки из G1 в S фазу клеточного цикла. Это регулирование происходит за счет активации эукариотического фактора инициации трансляции eIF4F и РНК-полимераз I и III. Другие функции TOR были также описаны у почкую- щихся дрожжей, где TOR1 и TOR2 контролируют метаболизм питательных веществ за счет связы- вания цитоплазматических транскрипционных факторов, кроме того TOR2 участвует в органи- зации цитоскелета [32].
Основными компонентами TORC1 у дрожжей являются TOR (TOR1 или TOR2), KOG1 и LST8 белки, в то время как ключевыми компонентами TORC2 у дрожжей служат TOR2, AVO1, AVO3 и LST8 белки. TOR2 белок имеет важное значение для жизнеспособности клеток, потому
как TOR2 может заменить TOR1 в TORC1, но не может быть замещен TOR1 белком в TORC2 [33-35].
Уже существуют неопровержимые доказательства ведущей роли mTOR в регуляции старения, аутофагии, синтеза белков, регуляции митохондриальных функций и многих других клеточных программ в клетках животных и дрожжей.
Однако в противоположность mTOR сигнальной системы, на данный момент pTOR(plant TOR) сигналинг в клетках растений пока еще слабо изучен.
Гомологи TOR комплекса 1 и его ингибирование у растений. В настоящее время в геноме многих растений идентифицированы гены, кодирующие предполагаемые ортологи TOR белка, в том числе Arabidopsis thaliana, кукурузы, риса и некоторых водорослей [36, 37]. Фотосинтези- рующие организмы, такие как модельное растение Arabidopsis thaliana, содержат один ген, кодирующий TOR белок, что характерно и для других эукариот за исключением дрожжей.
Нуклеотидная последовательность TOR гена у Arabidopsis thaliana (AtTOR, At1g50030) на 40%
идентична последовательностям TOR генов дрожжей и млекопитающих [38].
Гены, кодирующие два RAPTOR/KOG1 белка, были также идентифицированы у Arabidopsis thaliana в двух независимых лабораториях и названы по-разному, что соответствует At3g08850 (AtRaptor 1, AtRaptor 1b) и At5g01770 (AtRaptor 2, AtRaptor 1a) генам [39,40]. Нуклеотидные последовательности данных белков имеют сходство как с KOG1 белком дрожжей, так и RAPTOR белком млекопитающих.
Два гомолога LST8 гена, AtLST8-1(At3g18140) и AtLST8-2(At2g22040), высоко консерватив- ные с последовательностями других эукариот (75%) были обнаружены у Arabidopsis thaliana. Из двух генов, кодирующих LST8 белок у Arabidopsis thaliana, AtLST8-1 ген экспрессируется на более высоком уровне и во всех органах растения [41].
Тот факт, что у Arabidopsis thaliana RAPTOR1 взаимодействует с HEAT повторными облас- тями TOR белка, а LST8-1 непосредственно связывается с FKBP-рапамицин-связывающей об- ластью (FRB) и киназным доменом TOR, указывает что они являются функциональными компо- нентами ТOR сигнализации в клетках растений [41, 42].
Недавние исследования показали, что TOR киназа у Arabidopsis thaliana фосфорилирует чело- веческий фактор инициации трансляции 4E-BP, а также участвует в модуляции фосфорилирования S6K киназы, что подтверждает существование консервативного и функционального TOR комплек- са 1 у растений [43, 44].
На сегодняшний день, нет никаких доказательств наличия TOR комплекса 2 у растений, так как ключевые гены, кодирующие компоненты данного комплекса, такие как Rictor и SIN1 отсут- ствуют в геноме фотосинтезирующих организмов. Однако, растения могут по-прежнему обладать функциональным эквивалентом TOR комплекса 2, хотя его сложные компоненты могут отличаться от тех, что входят в его состав у дрожжей и млекопитающих [45].
Однако, в отличие от млекопитающих и дрожжей, у большинства наземных растений TOR киназа нечувствительна к рапамицину и растения способны расти даже при его высоких кон- центрациях в среде [38]. Это объясняется тем, что белки семейства FKBP Arabidopsis thaliana (AtFKBPs) не способны образовывать тройной комплекс с FRB областью AtTOR в присутствии рапамицина. При этом в трансгенных линиях, экспрессирующих дрожжевой белок ScFKBP12 (Sc – Saccharomyces cerevisiae), происходило связывание комплекса ScFKBP12-рапамицин с FRB областью AtTOR, что приводило к задержке роста первичного корня и снижению накопления высокомолекулярных полисом [46, 47].
Ввиду неспособности рапамицина ингибировать активность TOR комплекса 1 у растений, прогресс в исследованиях ТOR сигнального пути у последних сильно зависит от наличия конкрет- ных и работоспособных инструментов. Недавно группой исследователей были разработаны TOR ингибиторы нового поколения с целью ингибирования ТOR сигнального пути эффективнее рапамицина в терапии рака [48]. Все эти новые ингибиторы TOR являются АТФ-конкурентными, так как они нацелены на АТФ-связывающий карман киназного домена и называются ингибиторами активного сайта ТOR (asTORis) [49]. Они были отобраны за их специфичность к TOR киназе в экспериментах in vitro с широким ассортиментом протеинкиназ [50].
Так как киназный домен ТOR гена высоко консервативен, было исследовано влияние АТФ- фазных конкурентных ингибиторов первого и второго поколения, недавно разработанных для ТOR киназы человека, на рост Arabidopsis thaliana. Было показано, что АТФ-фазные конкурентные ингибиторы в доза-зависимой манере тормозят рост первичных корней и корневых волосков, а также влияют на размер клеток меристематической зоны [51].
Роль TOR сигнализации в росте и развитии растений. Филогенетическая консервативность TOR сигнального пути у дрожжей и животных и его центральная роль в регуляции клеточного роста, предполагает значимую роль TOR сигнализации для всех эукариот, в том числе и растений.
Мутантные линии tor-1 и tor-2 показали, что нарушение структуры и функций AtTOR гена приводит к преждевременному прекращению развития эндосперма и эмбриона. При помощи репортерного гена GUS, встроенного в AtTOR ген посредством Т-ДНК вставки, было показано, что AtTOR экспрессируется в эмбрионе, эндосперме и во всех первичных меристемах растения, при этом экспрессия в дифференцированных клетках не наблюдалась [38].
Если в клетках млекопитающих экспрессия TOR гена наблюдается во всех типах тканей [52], то у Arabidopsis TOR ген экспрессируется не повсеместно. Возможно, это связано с тем, что процесс роста зрелых клеток растений происходит за счет расширения вакуоли и клеточной стенки, когда как процесс роста клеток других эукариотических организмах включает синтез цито- зольных компонентов [2]. Тем не менее, исследования показали, что активность TOR киназы также связана с модификацией клеточных стенок и развитием корневых волосков у Arabidopsis thaliana [53].
Мутации в киназном домене AtTOR имеют большую функциональную значимость и отра- жаются на ходе эмбриогенеза, постэмбриональном развитии и уровне экспрессии 45S рРНК. Так мутантные линии имеющие выраженные дефекты киназного домена характеризовались леталь- ностью эмбриона на стадии 16-32 клеточного зародыша, при этом избыточная экспрессия пол- норазмерного ТOR гена или киназного домена вызывала нарушения в развитии меристем, органов растений, продолжительности цветения и старения [54].
Имеются данные, что уровень экспрессии AtTOR гена положительно коррелирует с ростом, урожайностью семян и устойчивостью к осмотическому стрессу. Сильное подавление экспрессии AtTOR гена индуцибельной РНК-интерференцией приводит к остановке роста проростков, что, как и в случае действия гормона абсцизовой кислоты приводит к раннему старению [55].
Меристемы охватывают стволовые клетки и клетки-предшественники, которые поддерживают постэмбриональный рост всех органов растений. Недавние исследования показали, что TOR сиг- нальный путь контролирует активацию и становление корневых меристем в ответ на фотосинтез и глюкоза-опосредованный сигнал посредством гликолиза и митохондриального биоэнергетичес- кого аппарата[44].
Нарушение функций компонентов TORC1 комплекса также приводит к изменениям в росте и развитии растений. Последние исследования показали, что мутации в гене AtLST8-1 влияют на вегетативный рост и развитие растений[41].
RAPTOR/KOG1 белок является обязательным партнером TOR киназы и его гомологи были идентифицированы в геноме риса и Arabidopsis thaliana. Исследования показали, что Т-ДНК вставка в гене AtRaptor1 у Arabidopsis thaliana приводит к ранней задержке развития эмбриона, тогда как мутантная линия по AtRaptor2 гену не имеет никаких видимых отклонений в развитии эмбриона и росте растения [39]. Тем не менее, результаты других исследований показали, что му- тантные линии по двум генам AtRaptor характеризуются нормальным эмбриональным развитием, но при этом они не способны поддерживать постэмбриональный меристема опосредованный рост.
Нарушение функций AtRaptor1 гена приводит к широкому спектру пороков в развития растения, что проявляется в росте и структуре первичного корня и задержке образования листовых плас- тинок [40]. В сравнении, нокаут гена Kog1, гомолога Raptor белка у дрожжей S.cerevisiae, при- водит к летальности эмбриона [9], а нокдаун экспрессии гена Raptor в клетках млекопитающих посредством РНК интерференции значительно снижает активность TOR комплекса 1 [30].
Очевидно, что влияние активности ТOR киназы на фенотипические признаки растений сопро- вождается сложными изменениями в метаболизме и клеточных процессах, поддерживающих гомеостаз клетки.
Растения, обладающие условной пониженной экспрессией AtTOR гена, характеризовались значительными изменениями в экспрессии генов клеточного цикла, модификации клеточной стен- ки и старения, а также изменениями в уровне транскриптов и метаболитов [56].
Недавние исследования открыли новый субстрат ТOR киназы у растений- E2Fa транскрип- ционный фактор, который необходим для активации S-фазы клеточного цикла. Глюкоза-опосредо- ванный TOR сигналлинг контролирует транскрипцию генов, участвующих в первичном и вторич- ном метаболизмах, клеточном цикле, транскрипции, транспорте и сворачивании белков [44].
Подавление экспрессии TOR гена РНК-интерференцией, химическое ингибирование ТOR гена или мутации в LST8 белке приводят к накоплению крахмала, трикарбоновых кислота и тригли- церидов [41, 44, 55, 56]. Изменения ТOR активности также влияет на метаболизм азота с измене- нием уровня глютамина, нитратов и экспрессией генов, связанных с их метаболизмом [57].
Мутации в гене AtLST8-1 также приводят к увеличению уровня пролина и глутамина, что говорит о важной роли LST8 белка и TOR коплекаса1, соответственно, в регуляции накопления аминокислот у Arabidopsis th. Кроме того, белок LST8-1 играет важную роль в регуляции синтеза
мио-инозитола и раффинозы в процессе адаптации растений к росту в условиях длительного светового дня [41].
Значительный рост в уровне свободных аминокислот, наблюдаемый при сниженной TOR активности, возможно, связан с уменьшением частоты синтеза белка, либо вследствие увеличения переработанного белка после активации аутофагии.
Аутофагия является основным катаболическим процессом, при котором клетки заключают свои цитоплазматические компоненты в двумембранные структуры, и направляет их в вакуоли или лизосомы для дальнейшей деградации [58].
У млекопитающих и дрожжей, TOR комплекс 1 фосфорилирует Atg13 киназу, тем самым предотвращая ее связывание с Atg17 и, таким образом, блокируя аутофагию [59].
У Arabidopsis thaliana были идентифицированы два предполагаемых ATG13 гомолога [60].
Cнижение экспрессии TOR гена приводит к конститутивной активации аутофагии, что предпо- лагает негативную регуляцию аутофагии TOR киназой у Arabidopsis thaliana [61].
Гомологи многих предполагаемых TOR регуляторов и субстратов обнаружены в геномах растений. Домены S6K киназы высоко консервативны у растений и животных, более того регуля- торные участки фосфорилирования идентифицированные у S6K человека, также присутствуют в последовательности Arabidopsis. Геном Arabidopsis содержит два гомолога S6 киназы – AtS6K1(At3g08720) и AtS6K2 (At3g08730). Фосфорилирование сайта Thr388/Thr389 киназы S6K у человека используется в качестве маркера активности TOR киназы. Данный сайт сохраняется и у S6K киназы растений [62, 63].
У дрожжей, основными субстратами TOR комплекса 1 являются Sch9 (функциональный гомолог S6K) и TAP42 / TIP41 (PP2A фосфатаза - взаимодействующий комплекс) [64]. Геном Arabidopsis содержит гомологи как TAP42 (AtTAP46), так TIP41 белков [65]. Кроме того, иссле- дования, проведенные на Schizosaccharomyces pombe, показали, что TOR2 участвует в регуляции мейоза предположительно посредством фосфорилирования Mei-2 РНК-связывающего белка [66].
Белки класса Mei-2 способствует развитию мейоза у дрожжей. У Arabidopsis Mei2-подобные гены (AML) также играют важную роль в регуляции мейоза и вегетативного роста, что предполагает наличие консервативных механизмах контроля мейоза у дрожжей и растений [67]. Однако в настоящее время остается неясным являются ли растительные Мei2-подобные белки субстратом для ТOR фосфорилирования.
У растений TOR также регулирует активность PP2A фосфатазы. Впервые данное регули- рование было описано у дрожжей, где TAP42 после фосфорилирования TOR комплекс 1, свя- зывается с PP2A для регуляции своей активности. По аналогии с дрожжами и животными, PP2A фосфатаза растений регулирует широкий спектр процессов, связанных с изменения активности белка при серин/треонин фосфорилировании [68].
Несмотря на то, что растения проявляют некоторую общность с животными, внутриклеточная передача сигналов значительно отличается. У животных, рецептор-активируемые киназы PI3Ks класса I играют ключевую роль в активации TOR и продукции фосфоинозитола (PtdIns), который в свою очередь приводит к активации мембран-зависимых PDK киназ. У растений не было обна- ружено гомологов PI3Ks киназ, при этом фосфоинозитол (PtdIns) детектируется у растений, что предполагает существование альтернативных механизмов для фосфолипид-зависимой активации ТOR киназы [45].
Также в геноме растений отсутствует RTKs (рецепторная тирозинкиназа) [69] и консерва- тивное семейство GPCRs киназ (рецепторы G- белка) [70,71], которые играют ключевую роль в активации ТOR в животных. Вместо данных киназ, у растений имеются гормональные сигнальные пути, которые не имеют никаких эквивалентов среди других эукариот [72].
Известно, что основным гормоном роста и развития растений служит ауксин. Исследования Schepetilnikov и др (2013) показали, что ауксин активирует TOR, который в свою очередь регу- лирует экспрессию ауксин-индуцируемых генов. Кроме того, что ауксин также контролирует мно- жество ключевых регуляторов селективной трансляции белка в пост-транскрипционной фазе [73].
Как известно, TOR контролируют трансляции белка через инициации трансляции в дрожжах и животных, но его роль менее понятна у растений. Ранее было показано, что TOR участвует в акти- вации p70 рибосомальной S6 киназу (S6K) [22]. Неактивная S6K киназа связана с полисомами, при
этом, когда TOR активируется ауксином, он фосфорилирует S6K, что приводит к диссоциации полисом и активации S6K [73]. Однако, посредники передачи сигнала от ауксина к TOR пока неизвестны.
Наши исследования показали, что TOR комплекс 1 также задействован в регуляции мета- болизма абсцизовой кислоты АБК [74], что предполагает важную его роль в клеточном ответе растений на солевой стресс.
В целом, на рисунке 3 представлена характеристика TOR сигнального пути у растений.
Рисунок 3 – TOR сигнальный путь у растений
Заключение. На сегодняшний день не вызывает сомнений, что несмотря на различия в строе- нии и стратегии роста у дрожжей, растений и животных, TOR-комплекс играет ключевую роль в координации процессов роста и развития в зависимости от наличия питательных веществ, энергии и внешних сигналов [4, 8].
Геном Arabidopsis thaliana кодирует TOR и основные компоненты TOR-комплекса 1. Кроме того, некоторые предполагаемые TOR эффекторы и регуляторы сохраняются. Изменение актив- ности TOR киназы и уровня экспрессии TOR гена приводят к изменениям в росте и развитии растений. Более того, нарушение функций компонентов pTOR комплекса 1, AtRaptor и AtLST8-1, также приводит к задержке вегетативного роста, снижению апикальной доминантности и ненор- мальному развитию цветка, что подтверждает ключевую роль ТOR сигнализации в управлении ростом и развитием растений [45].
Несмотря на последние открытия, молекулярные функции и механизмы регуляции TOR киназы на белковом уровне в растительных клетках остаются малоизученными, что объясняется отсутствием молекулярных и биохимических подходов для определения активности TOR киназы и эмбриональной летальностью tor null мутантов у Arabidopsis thaliana [75].
Понимание того, как несмотря на различия в строении и стратегии роста у дрожжей, растений и животных, одна протеинкиназа выступает в качестве главного регулятора и модулирует множество клеточных процессов посредством нескольких партнеров и эффекторов в сложных сигнальных сетях остается важным в физиологии растений.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Veit B. Stem cell signalling networks in plants // Plant Mol. Biol. – 2006. – Vol. 60. – P. 793-810.
[2] Ingram G., Waites R. Keeping it together: co-ordinating plant growth // Plant Biol. – 2006. – Vol. 9. – P. 12-20.
[3] Wolters H., Jürgens G. Survival of the flexible: hormonal growth control and adaptation in plant development // Nat.
Rev. Genet. – 2009. – Vol. 10. – P. 305-317.
[4] Wullschleger S., Loewith R., Hall M.N. TOR signaling in growth and metabolism // Cell. – 2006. – Vol. 124. – P. 471-484.
[5] Laplante M., Sabatini D.M. mTOR signaling in growth control and disease // Cell. – 2012. – Vol. 149. – P. 274-293.
[6] Robaglia C., Thomas M., Meyer C. Sensing nutrient and energy status by SnRK1 and TOR kinases // Current Opinion in Plant Biology. – 2012. – Vol. 15. – P. 301-307.
[7] Cornu M., Albert V., Hall M.N. mTOR in aging, metabolism, and cancer // Curr. Opin. Genet. Dev. – 2013. – Vol. 23. – P. 53-62.
[8] Берсимбай Р.И., Булгакова О.В., Омаров Р.Т., Сарбасов Д. Роль mTOR сигнальной системы в регуляции клеточных функций // Доклады НАН РК. – 2010. – № 5. – С. 82-90.
[9] Loewith R., Jacinto E., Wullschleger S., Lorberg A., Crespo J.L., Bonenfant D., Oppliger W., Jenoe P., Hall, M.N.
Two TOR complexes, only one of which is rapamycin sensitive, have distinct roles in cell growth control // Mol. Cell. – 2002. – Vol. 10. – P. 457-468.
[10] Kay J.E., Kromwel L., Doe, S.E., Denyer M. Inhibition of T and B lymphocyte proliferation by rapamycin //
Immunology. – 1991. – Vol. 72. – P. 544-549.
[11] Bierer B.E., Jin Y.J., Fruman D.A., Calvo V., Burakoff S.J. FK 506 and rapamycin: molecular probes of T-lymphocyte activation // Transplant Proc. – 1991. – Vol. 6. – P. 2850- 2855.
[12] Knutson B.A. Insights into the domain and repeat architecture of target of rapamycin // J. Struct. Biol. – 2010. – Vol. 170. – P. 354-363.
[13] Foster K.G., Fingar D.C. Mammalian target of rapamycin (mTOR) conducting the cellular signaling symphony // J.
Biol. Chem. – 2010. – Vol. 285. – P. 14071-14077.
[14] Demidenko Z.N., Zubova S.G., Bukreeva E.I., Pospelov V.A., Pospelova T.V., Blagosklonny M.V. Rapamycin decele- rates cellular senescence // Cell Cycle. – 2009. – Vol. 8. – P. 1888-1895.
[15] Cao K., Graziotto J.J., Blair C.D., Mazulli J.R., Erdos M.R., Krainc D., Collins F.S. Rapamycin reverses cellular phenotypes and enhances mutant protein clearance in Hutchinson-Gilford progeria syndrome cells // Science Transl. Med. – 2011.
– Vol. 3. – P. 1-11.
[16] Yang Q. and Guan Kun-Liang. Expanding mTOR signaling // Cell Research. – 2007. – Vol. 17. – P. 666-681.
[17] Guertin D.A., Stevens D.M., Thoreen C.C., Burds A.A., Kalaany N.Y., Moffat J., Brown M., Fitzgerald K.J., Sabatini D.M. Ablation in mice of the mTORC components raptor, rictor, or mLST8 reveals that mTORC2 is required for signaling to Akt-FOXO and PKCalpha, but not S6K1 // Dev. Cell. – 2006. – Vol. 11. – P. 859-871.
[18]. Hara K., Maruki Y., Long X., Yoshino K., Oshiro N., Hidayat S., Tokunaga C., Avruch J., Yonezawa K. Raptor, a binding partner of target of rapamycin (TOR), mediates TOR action // Cell. – 2002. – Vol. 110. – P. 177-189.
[19] Proud C. Dynamic Balancing: DEPTOR Tips the Scales // J. Mol. Cell. Bio. – 2009. – Vol. 1. – P. 61-63.
[20] Hay N., Sonenberg, N. Upstream and downstream of mTOR // Genes Dev. – 2004. – Vol. 18. – P. 1926-1945.
[21] Zoncu R., Efeyan A., Sabatini D.M. mTOR: from growth signal integration to cancer, diabetes and ageing // Nat. Rev.
Mol. Cell Biol. – 2011. – Vol. 12. – P. 21-35.
[22] Ma X.M., Blenis J. Molecular mechanisms of mTOR-mediated translational control // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. – 2009. – Vol. 10. – P. 307-318.
[23] Boyer D., Quintanilla R., Lee-Fruman K.K. Regulation of catalytic activity of S6 kinase 2 during cell cycle // Mol. Cell Biochem. – 2008. – Vol. 307. – P. 59-64.
[24] Mayer C., Grummt I. Ribosome biogenesis and cell growth: mTOR coordinates transcription by all three classes of nuclear RNA polymerases // Oncogene. – 2006. – Vol. 25. – P. 6384-6391.
[25] Li Z., Lee I., Moradi E., Hung N.J., Johnson A.W., Marcotte E.M. Rational extension of the ribosome biogenesis pathway using network-guided genetics // PLoS Biol. – 2009. – Vol. 7(10). – e1000213
[26] Jakel S., Gorlich D. Importin beta, transportin, RanBP5 and RanBP7 mediate nuclear import of ribosomal proteins in mammalian cells // EMBO J. – 1998. – Vol. 17(15). – P. 4491-4502.
[27] Fromont-Racine M., Senger B., Saveanu C., Fasiolo F. Ribosome assembly in eukaryotes // Gene. – 2003. – Vol. 313.
– P. 17-42.
[28] Kazyken D., Kaz Y., Kiyan V., Zhylkibayev A.A., Chen C.H., Agarwal N.K., Sarbassov D. The nuclear import of ribosomal proteins is regulated by mTOR // Oncotarget. – 2014. – Vol. 5(20). – P. 9577-93.
[29] Hara K., Maruki Y., Long X., Yoshino K., Oshiro N., Hidayat S., Tokunaga C., Avruch J., Yonezawa K. Raptor, a binding partner of target of rapamycin (TOR), mediates TOR action // Cell. – 2002. – Vol. 110. – P. 177-189.
[30] Kim D.H., Sarbassov D.D., Ali S.M., King J.E., Latek R.R., Erdjument-Bromage H., Tempst P., Sabatini D.M. mTOR interacts with raptor to form a nutrient-sensitive complex that signals to the cell growth machinery // Cell. – 2002. – Vol. 110. – P. 163-175.
[31] Chen C.H., Kiyan V., Zhylkibayev A.A., Kazyken D., Bulgakova O., Page K.E., Bersimbaev R.I., Spooner E., Sarbas- sov D. Autoregulation of the mechanistic target of rapamycin (mTOR) complex 2 integrity is controlled by an ATP-dependent mechanism // J Biol Chem. – 2013. – Vol. 288(38). – P. 27019-30.
[32] Schmelzle T., Hall M. N. TOR, a central controller of cell growth // Cell. – 2000. – Vol. 103. – P. 253-262.
[33] Kunz J., Henriquez R., Schneider U., Deuter-Reinhard M., Movva N.R., Hall M.N. Target of rapamycin in yeast, TOR2, is an essential phosphatidylinositol kinase homolog required for G1 progression // Cell. – 1993. – Vol. 73. – P. 585-596.
[34] Helliwell S.B., Wagner P., Kunz J., Deuter-Reinhard M., Henriquez R., Hall M.N. TOR1 and TOR2 are structurally and functionally similar but not identical phosphatidylinositol kinase homologues in yeast // Mol. Biol. Cell. – 1994. – Vol. 5. – P. 105-118.
[35] Helliwell S.B., Howald I., Barbet N., Hall M.N. TOR2 is part of two related signaling pathways coordinating cell growth in Saccharomyces cerevisiae // Genetics. – 1998. – Vol. 148. – P. 99-112.