GROUNDNUT ( Vigna subterranea L Verdc.) ORIGIN SUKABUM
3.3 Hasil dan Pembahasan 1 Perbanyakan Tanaman Secara Organogenesis
a. Induksi Tunas Kacang Bogor
Hasil pengamatan terhadap perlakuan induksi tunas kacang bogor menunjukkan bahwa tunas mulai terbentuk dua minggu setelah tanam. Hasil ini berbeda dengan penelitian Lacroix et al. (2003), bahwa tunas mulai terbentuk satu minggu setelah tanam, namun sejalan dengan penelitian Mongomake et al. (2009).
27 Hasil analisis ragam pada peubah persentase eksplan bertunas, jumlah mata tunas per eksplan, jumlah daun per tunas dan tinggi tanaman menunjukkan bahwa terdapat interaksi antara media perlakuan dengan jenis eksplan (Tabel 3.1). Hal ini mengindikasikan bahwa perlakuan dengan konsentasi BAP yang berbeda menghasilkan respon yang berbeda pada pertumbuhan eksplan yang dikulturkan.
Perlakuan media yang mengandung 1.0–2.0 mg L-1 BAP menghasilkan respon yang berbeda nyata untuk eksplan axis dan leaflet pada semua peubah yang diamati. Berdasarkan Tabel 3.1, penurunan konsentrasi BAP menjadi 0.5 mg L-1 tidak menunjukkan interaksi antara media perlakuan dengan jenis eksplan pada peubah yang diamati kecuali pada peubah tinggi tanaman. Interaksi juga terjadi pada media MS0 (tanpa penambahan BAP) untuk peubah jumlah mata tunas dan jumlah daun, sedangkan pada peubah persentase eksplan bertunas dan tinggi tanaman tidak terjadi interaksi.
Hasil penelitian menunjukkan bahwa penggunaan eksplan axis memberikan respon lebih baik daripada eksplan leaflet dalam menginduksi dan prolifesi tunas kacang bogor menggunakan ZPT BAP secara tunggal. Pada ekspalan axis, semakin tinggi penambahan konsentrasi BAP pada media kultur maka nilai peubah yang diamati akan semakin tinggi, sedangkan pada eksplan leaflet
pertambahan nilai pada peubah yang diamati tidak signifikan (Gambar 3.2). Hal ini diduga disebabkan oleh perbedaan kandungan hormon endogen yang ada pada eksplan sehingga respon yang dihasilkan berbeda. Eksplan axis memiliki kandungan hormon endogen yang lebih tinggi dibandingkan dengan eksplan leaflet, meskipun pada kedua eksplan tersebut sama-sama terdapat jaringan meristem atau jaringan yang sedang aktif melakukan proses pembelahan sel.
Rendahnya tingkat keberhasilan induksi dan proliferasi tunas kacang bogor menggunakan eksplan leaflet diduga disebabkan oleh penggunaan konsentrasi ZPT yang belum tepat sehingga belum mampu untuk menginduksi dan proliferasi tunas. Adapun tunas yang terbentuk pada eksplan leaflet tidak seragam dan dalam jumlah yang sangat sedikit yaitu sekitar 1 sampai 2 eksplan yang menghasilkan Tabel 3.1 Respon pertumbuhan kacang bogor secara in vitro
BAP (mg L-1)
Persentase Eksplan
Bertunas Jumlah Daun (helai) Tinggi Tanaman (cm)
Axis Leaflet Axis Leaflet Axis Leaflet
0.0 15.0 cd A 0.0 d A 5.64 cd A 0.0 e B 1.50 d A 0.0 d A 0.5 25.0 cd A 30.0 c A 5.52 cd A 2.28 de A 3.28 b A 0.42 cd B 1.0 65.0 b A 0.0 d B 6.84 c A 0.0 e B 3.30 b A 0.0 d B 1.5 85.0 ab A 0.0 d B 9.96 b A 0.0 e B 4.62 ab A 0.0 d B 2.0 100.0 a A 15.0 cd B 17.4 a A 1.80 e B 5.80 a A 1.66 c B KK(%) 52.24% 54.72% 55.90%
Ket : Angka-angka pada kolom yang sama yang diikuti oleh huruf kecil yang sama tidak berbeda nyata pada uji DMRT (α = 0.05) dan Angka-angka pada baris yan sama untuk masing- masing peubah yang diikuti oleh huruf besar yang sama tidak berbeda nyata pada uji DMRT (α = 0.05).
28
tunas. Tunas yang terbentuk diduga adalah tunas yang berasal dari titik tumbuh yang terbawa atau tidak terpisahkan dari eksplan leaflet saat penanaman. Proses perkembangan tunas terjadi secara langsung dan tidak melalui pembentukan kalus. Berbeda dengan eksplan lainnya, pada ulangan yang sama eksplan tidak menghasilkan tunas namun membentuk kalus sampai minggu ke-8 setelah kultur yang berwarna hitam dan mati (Gambar 3.3F).
Chengalrayan et al. (2001) melaporkan bahwa, eksplan leaflet kacang tanah kultivar JL-24 dapat diinduksi dengan menggunakan media kombinasi 5 mg L-1 BAP dan 4 mg L-1 NAA, sedangkan untuk perkembangan tunas digunakan media kombinasi 0.5 mg L-1 BAP dan 0.5 mg L-1 Kinetin. Selanjutnya Tiwari dan Tuli (2009) melaporkan bahwa, penggunaan media kombinasi 3 mg L-1 BAP dangan 1 mg L-1 NAA adalah media yang optimal untuk menginduksi dan proliferasi tunas eksplan leaflet kacang tanah kultivar JL-24.
Morfologi tunas yang dihasilkan terlihat berbeda terutama pada warna daun dan petiol dari tunas yang terbentuk. Tunas yang dihasilkan pada media 2.0 mg L- 1
BAP lebih berwarna hijau daripada tunas yang dihasilkan pada media lain. Secara visual tunas terlihat lebih kuat, sedangkan pada media lain warna daun dan petiol terlihat agak muda sehingga secara visual terlihat agak lemah (Gambar 3.3).
b. Proliferasi dan Pengakaran Mata Tunas secara in vitro
Hasil analisis ragam menunjukkan tingkat proliferasi mata tunas dipengaruhi oleh komposisi media yang digunakan. Media terbaik untuk proliferasi mata tunas sama dengan media induksi tunas yaitu media yang mengandung 2.0 mg L-1 BAP (Gambar 3.4). Tingkat proliferasi mata tunas yang dihasilkan cukup tinggi dengan jumlah mata tunas yang terbentuk rata-rata 5.80 mata tunas.
Hasil penelitian Lacroix et al. (2003) menghasilkan jumlah tunas tertinggi sebanyak 7 tunas, sedangkan hasil penelitian Mongomake et al. (2009) menghasilkan jumlah tunas tertinggi sebanyak 5.05 tunas. Penggunaan media MS tanpa pengurangan konsentrasi media menyebabkan tingkat proliferasi yang cepat namun pemanjangan tunas sangat lambat. Hal ini diduga disebabkan oleh komposisi media MS yang kaya akan unsur nitrogen dan kalium.
Gambar 3.2 Pola interaksi yang terjadi antara media perlakuan (0.0-2.0 mg L-1 BAP) dengan jenis eksplan (axis dan leaflet) pada peubah jumlah mata tunas kacang bogor
29
Nitrogen dan kalium pada konsentrasi tertentu akan menghambat pertumbuhan dan pemanjangan tunas, seperti yang terjadi pada tanaman Vitis thunbergii (Lu 2005) dan Citrus sinensis (Kobayashi et al. 2003). Menurut Lu (2005), terhambatnya pemanjangan tunas pada media MS disebabkan oleh tingginya kandung nitrogen dan kalium sehingga menginduksi pembentukan hormon sitokinin. Sitokinin akan memacu pembelahan sel dan menghambat pemanjangan sel, sehingga tunas yang dihasilkan akan banyak tetapi pendek.
Induksi perakaran secara in vitro sangat dipengaruhi oleh media perlakuan. Pemberian auksin eksogen (NAA) pada media perlakuan bertujuan merangsang terbentuknya akar. Hasil analisis ragam menunjukkan bahwa persentase tertinggi dari tunas yang berakar diamati pada media perlakuan kombinasi 2.0 mg L-1 BAP dan 0.1 mg L-1 NAA yaitu sebesar 83.33%, sedangkan persentase tunas yang berakar terendah terdapat pada media tanpa penambahan ZPT (MS0) yaitu sebesar 8.33% (Tabel 3.2).
Gambar 3.3 Keragaan tunas kacang bogor pada berbagai media induksi. A-E = eksplan axis. F = eksplan leaflet. (A) MS0; (B) 0.5 mg L-1 BAP; (C) 1.0 mg L-1 BAP; (D) 1.5 mg L-1 BAP; (E) 2.0 mg L-1 BAP; (F) 2.0 mg L-1 BAP; k = eksplan berkalus (mati).
Gambar 3.4 Jumlah mata tunas total kacang bogor pada perlakuan BAP (8 MST) pada media dasar MS0+VitB5
A
B
C
D
E
F
30
Penambahan ZPT NAA konsentrasi 0.5 mg L-1 menyebabkan penurunan persentase eksplan berakar. Persentase akar yang terbentuk sebesar 33.33%. Hasil penelitian ini sejalan dengan penelitian Mongomake et al. (2009). Auksin sangat diperlukan pada periode pertumbuhan awal dari akar, ini biasa disebut sebagai inisiasi akar. Pada keadaan ini diperlukan auksin dalam konsentrasi tertentu sampai batas maksimal. Auksin yang melewati batas maksimal akan menghambat pertumbuhan dan pembentukan akar. Selain pembentukan akar, satu eksplan mata tunas yang dikulturkan menghasilkan kalus (Gambar 3.5B). Kalus yang dihasilkan muncul dari bagian bekas potongan eksplan. Kalus yang terbentuk berwarna putih kekuningan dengan struktur kalus yang kompak. Namun, kalus tersebut tidak mampu diregenerasikan menjadi tunas.
NAA sangat mempengaruhi bentuk akar yang dihasilkan. Pemberian ZPT NAA sebanyak 0.1 mg L-1 menghasilkan bentuk akar yang lebih besar dan terlihat keras dengan warna kuning kecoklatan (Gambar 3.5C), sedangkan pada media induksi perakaran tanpa pemberian NAA menghasilkan akar dengan bentuk yang lebih halus dan berwarna putih kekuningan (Gambar 3.5A dan 3.5B).
3.3.2 Perbanyakan Tanaman Secara Embriogenesis a. Induksi dan Proliferasi Kalus
Hasil analisis ragam menunjukkan bahwa induksi kalus kacang bogor dipengaruhi oleh interaksi antara jenis ekspla n dengan media perlakuan terhadap persentase ekplan berkalus. Kalus mulai terbentuk pada minggu ke 1-2 setelah tanam. Hal tersebut ditandai dengan pembengkakan jaringan pada bagian eksplan yang ditanam. Persentase eksplan berkalus berkisar antara 47.93–96.67%. Media terbaik untuk induk kalus kacang bogor adalah media yang mengandung 5 mg L-1 Gambar 3.5 Keragaan perakaran kacang bogor pada media induksi perakaran. (A)
MS0, (B) BAP 2 mg L-1, (C) BAP 2 mg L-1 + NAA 0.1 mg L-1. (k) = kalus; (t) = tunas; (a) = akar.
Tabel 3.2 Pengaruh BAP dan NAA terhadap persentase tunas berakar pada kultur
in vitro kacang bogor (8 MST)
BAP (mg L-1) NAA (mg L -1 ) Jumlah Sampel 0.0 0.1 0.5 0.0 8.33 b 16.67 b - 12 2.0 25.00 b 83.33 a 33.33 b 12
Ket: Angka-angka pada kolom yang sama yang diikuti oleh huruf kecil yang sama tidak berbeda nyata pada uji DMRT (α = 0.05)
A
B
C
t a k
31 2,4-D dengan persentase kalus yang terbentuk yaitu 96.67%, diikuti oleh media yang mengandung 3 mg L-1 picloram dengan persentase eksplan berkalus sebesar 88.33% (Tabel 3.3).
Penggunaan ZPT 2,4-D dan picloram dalam menginduksi kalus kacang bogor telah dilaporkan oleh Konate et al. (2013). Persentase eksplan berkalus tertinggi didapatkan pada media yang mengandung 0.5 mg L-1 picloram yaitu sebesar 98,89%, sedangkan penggunaan 0.5 mg L-1 2,4-D hanya mampu menginduksi kalus sebesar 78.33%. Penggunaan auksin yang dikombinasikan dengan berbagai sitokinin (BAP, KIN, TDZ dan Zeatin) menurunkan persentase eksplan berkalus (10 sampai 65%).
Induksi kalus embriogenik pada berbagai media induksi dengan komposisi yang berbeda-beda akan menghasilkan respon yang berbeda pula. Hartweck et al.
(1988) menyatakan bahwa untuk menginduksi kalus embriogenik sangat bergantung pada kadar auksin di dalam media induksi serta jaringan eksplan yang digunakan. Pada Tabel 3.3 terlihat bahwa eksplan daun muda in vitro memberikan hasil tertinggi dalam induksi kalus (70.69%), tidak berbeda nyata dengan eksplan axis (67.29%) tetapi berbeda nyata dengan eksplan petiol in vitro (60.94%). Konate et al. (2013) melaporkan penggunaan jenis eksplan kotiledon (proximal, median, dan distal) hanya mampu menghasilkan persentase eksplan berkalus sebesar 39.84 sampai 59.24%.
Selain jenis eksplan, genotipe tanaman juga berpengaruh terhadap keberhasilan kultur in vitro. Konate et al. (2013) melaporkan pada tanaman kacang bogor, induksi kalus terbaik didapatkan pada genotipe Ci7 sebesar 70%. Pada tanaman legume lainnya seperti kacang tanah (Sinaga 1998; Zuyasna 2004), Tabel 3.3 Pengaruh 2,4-D, Picloram dan BAP terhadap induksi dan proliferasi
kalus kacang bogor (8 MST)
Perlakuan Persentase Kalus (%)
Komposisi Media MS0 (tanpa ZPT) 0.00 g MS0 + 1 mg L-1 2,4-D 47.93 f MS0 + 3 mg L-1 2,4-D 49.73 f MS0 + 5 mg L-1 2,4-D 96.67 a MS0 + 1 mg L-1 picloram 81.67 bc MS0 + 2 mg L-1 picloram 85.00 bc MS0 + 3 mg L-1 picloram 88.33 b MS0 + 4 mg L-1 picloram 83.33 bc MS0 + 1 mg L-1 2,4-D + 1 mg L-1 picloram 51.67 f MS0 + 1 mg L-1 2,4-D + 0,001 mg L-1 BAP 69.17 ed MS0 + 1 mg L-1 picloram + 0,001 mg L-1 BAP 76.67 cd MS0 + 1 mg L-1 2,4-D + 2 mg L-1 BAP 65.53 e Eksplan Axis 67.29 a Daun 70.69 a Petiol 60.94 b
Ket: Angka-angka pada kolom yang sama yang diikuti oleh huruf kecil yang sama tidak
32
kedelai (Widoretno et al. 2003; Novita 2013) perbedaan kultivar atau genotipe mempengaruhi induksi kalus, persentase embrio berkecambah, perkembangan kalus, dan pembentukan planlet.
Tingkat proliferasi kalus pada media yang mengandung picloram lebih tinggi dibandingkan dengan media yang mengandung 2,4-D. Hal ini disebabkan karena pada media yang mengandung picloram kalus yang dihasilkan bertesktur remah sehingga lebih mudah dan cepat untuk berproliferasi, sedangkan kalus yang dihasilkan pada media yang mengandung 2,4-D bertesktur kompak sehingga pertambahan ukuran kalus reelatif lambat. Kalus mulai berproliferasi pada minggu ke-2 setelah kultur. Hal tersebut ditandai dengan penambahan ukuran kalus yang disubkultur. Tingkat pertambahan diameter kalus selama periode proliferasi disajikan pada Gambar 3.6. Kalus yang dihasilkan pada media yang mengandung picloram cenderung berwarna kekuningan dengan skor 3 (Gambar 3.7A) dengan tekstur kalus yang remah dan berair, sedangkan pada media yang mengandung 2,4-D kalus yang dihasilkan juga berwarna kekuningan dengan tekstur kalus yang kompak (Gambar 3.7B).
b. Pembentukan Embrio Somatik
Hasil percobaan menunjukkan bahwa penggunaan auksin 2,4-D maupun picloram dengan konsentrasi 0.1 sampai 0.5 mg L-1 belum mampu menginduksi embrio somatik sampai pada fase kotiledon. Hal ini diduga disebabkan oleh
Gambar 3.6 Penambahan diameter kalus kacang bogor pada 2 media terbaik. MS0VitB5 + 5 mg L-1 2,4-D; MS0VitB5 + 3 mg L-1 picloram.
Gambar 3.7 Visualisasi warna dan tesktur kalus pada media induksi kalus dan pembentukan embrio somatik kacang bogor. Induksi kalus (A) media picloram; (B) media 2,4-D; pembentukan embrio somatik (C) media 2,4-D, kalus berwarna coklat tua dan mati; (D) media picloram, kalus berwarna kuning kehitaman (e = embrio fase gloular).
A B C e D
33 penggunaan auksin yang secara tunggal dan konsentrasi ZPT yang belum tepat. Zuyasna (2004) melaporkan bahwa, pembentukan embrio somatik tertinggi pada kacang tanah didapatkan pada media yang mengandung 3 mg L-1 picloram, sedangkan Novita (2013) melaporkan bahwa, embrio somatik pada kedelai dapat dibentuk dengan meregenerasikan kalus embriogenik pada media kombinasi 10 mg L-1 2,4-D dan 10 mg L-1 NAA.
Secara visual, kalus yang awalnya remah berubah menjadi kompak. Selain itu, sebagian besar kalus menjadi coklat. Pada eksplan yang berasal dari daun, kalus yang awalnya berwarna kekuningan (Gambar 3.7B) kemudian berubah warna menjadi coklat dan akhirnya kalus tersebut mati (Gambar 3.7C).
Perlakuan picloram dengan konsentrasi rendah 0.1 mg L-1 menghasilkan struktur kalus yang kompak namun sedikit berair. Pada perlakuan ini terlihat struktur embrio fase globular (Gambar 3.7D) namun kalus berubah menjadi kuning kehitaman. Setelah 8 minggu dan sub kultur ke media yang sama, kalus tidak menunjukkan perkembangan dan akhirnya mati.
Upaya untuk meregenerasikan kalus-kalus embriogenik ase globular masih belum berhasil dilakukan. Serangkaian percobaan telah dilakukan mulai dari penurunan konsentrasi auksin, penambahan arang aktif pada media, dan kombinasi auksin rendah (0.1 mg L-1) dengan BAP rendah (0.001 mg L-1).
3.4 Kesimpulan
Keberhasilan induksi tunas kacang bogor dipengaruhi oleh interaksi antara media perlakuan dengan jenis eksplan yang digunakan pada semua peubah yang diamati (persentase eksplan bertunas, jumlah tunas, jumlah daun dan tinggi tanaman). Jenis eksplan axis memberikan respon lebih baik daripada eksplan
leaflet. Media perlakuan terbaik untuk proliferasi tunas adalah media yang mengandung 2.0 mg L-1 BAP, sedangkan media terbaik untuk induksi perakaran secara in vitro adalah media yang mengandung kombinasi 2.0 mg L-1 BAP dengan 0.1 mg L-1 NAA.
ZPT 2,4-D dan picloram dapat menginduksi kalus embriogenik kacang bogor namun belum mampu menghasilkan embrio somatik fase hati, torpedo dan kotiledon. Media terbaik untuk induksi kalus embriogenik adalah 2,4-D 5 mg L-1 dan eksplan terbaik adalah daun in vitro. Kalus yang dihasilkan berwarna kekuningan dengan tekstur yang kompak. Picloram menghasilkan kalus warna kekuningan dengan tekstur yang remah dan sedikit berair.
Daftar Pustaka
Anchirina VM, Yiridoe EK, Bennett-Lartey SO. 2001. Enhancing sustainable production and genetic resource conservation of Bambara groundnut. A survey of indigenous agricultural knowledge systems. Outlook on Agriculture. 30(4):281-288.
Barwale UB, Kerns HR, Widholm JM. 1986. Plant regeneration from callus cultures of several soybean genotypes via embryogenesis and organogenesis. Planta. 167(4):473-481.
34
Brough SH, Azam-Ali SN. 1992. The effect of soil moisture on the proximate composition of bambara groundnut (Vigna subterranea (L.) Verdc.).
Journal of the Science of Food and Agriculture. 60(2):197-203.
Chengalrayan K, Hazra S, Gallo-Meagher M. 2001. Histological analysis of somatic embryogenesis and organogenesis induced from mature zygotic embryo-derived leaflets of peanut (Arachis hypogaea L.). Plant Science.
161(3):415–421.
Collinson ST, Sibuga KP, Tarimo AJP, Azam-Ali SN. 2000. Influence of sowing date on the growth and yield of bambara groundnut landraces in Tanzania.
Experimental Agriculture. 36(1):1-13.
Gamborg OL, Miller RA, Ojima K. 1968. Nutrient requirements of suspension cultures of soybean root cells. Exp Cell Res. 50(1):151-158.
George EF, Debergh PC. 2008. Micropropagation: uses and methods. Di dalam: George EF, Hall MA, De Klerk GJ, editor. Plant propagation by tissue culture. 3rd edition. Dordrecht. Netherlands (NL): Springer Verlag. hlm. 29- 64.
Hartweck LM, Lazzeri PA, Cui D, Collins GB, Williams EG. 1988. Auxin- orientation effects on somatic embryogenesis from immature soybean cotyledons. In vitro Cell Dev Biol. 24(8):821-828.
Hazarika BN. 2003. Acclimatization of tissue-cultured plants. Curr Sci. 85(12):1704-1712.
Hazarika BN. 2006. Morpho-physiological disorder in in vitro culture of plants.
Sci Hort. 108(2):105-120.
Jimenez VM. 2005. Involvement of plant hormones and plant growth regulators on in vitro somatic embryogenesis. Plant Growth Regul. 47(2):91–110. Khaleda L, Al-Forkan M. 2006. Genotypic variability in callus induction and
plant regeneration through somatic embryogenesis of five deepwater rice (Oryza sativa L.) cultivars of Bangladesh. African Journal of Biotechnology. 5(16):1435-1440.
Kobayashi AK, Bespalhok JC, Pireira LFP, Vieira LGE. 2003. Plant regeneration of sweet orange (Citrus sinensis) from thin section of mature stem segments. Plant Cell Tiss Organ Cult. 74(1):223-225.
Konate S, Kone M, Kouakou HT, Kouadio JY, Zouzou M. 2013. Callus induction and proliferation from cotyledon explants in bambara groundnut. African Crop Science Journal. 21(3):255-263.
Kone M, Kouakou TH, Kone D, Kouadio YJ, Zouzou M and Ochatt JS. 2009. In vitro culture of bambara groundnut (Vigna subterranea (L.) Verdc.) Fabaceae: Effect of plant growth regulators, explant type and genotype on callus induction and differentiation. Agronomie Africaine. 21(1):15-23. Kone M, Patat-Ochatt EM, Conreux C, Sangwan RS, Ochatt SJ. 2007. In vitro
morphogenesis from cotyledon and epicotyl explants and flow cytometry distinction between landraces of Bambara groundnut (Vigna subterranea
(L.) Verdc.), an under-utilised grain legume. Plant Cell Tissue Organ Cult.
88(1):61-75.
Lacroix B, Assoumou Y, Sangwan RS. 2003. Efficient in vitro direct shoot organogenesis of fertile plants from embryo explants of Bambara groundnut (Vigna subterranea (L.) Verdc.). Plant Cell Report. 21(12):1153-1158.
35 Lazzeri PA, Hildebrand DF, Collins GB. 1985. A Procedure for Plant Regeneration from Immature Cotyledon Tissue of Soybean. Plant Mol Biol Rep. 3(4):160-167.
Linnemann AR. 1990. Cultivation of bambara groundnut (Vigna subterranea L. Verdc.) in western province, zambia: report of a field study. Tropical Crops Communication. 16.
Lu MC. 2005. Micropropagation of Vitis thunbergii Sieb. et Zucc., a medicinal herb, through high-frequency shoot tip culture. Sci Hort. 107(1):64-69. Mongomake K, Hilaire KT, Daouda K, Michel Z, Justin KY, Ochatt SJ. 2009. In
vitro plantlets regeneration in Bambara groundnut (Vigna subterranea (L.) Verdc.) through direct shoot bud differentiation on hypocotyl and epicotyl cuttings. African Journal of Biotechnology. 8(8):1466-1473.
Murashige T, Skoog F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassay with tobacco tissue culture. Physiol Plant.15(3):473-497.
Neto VBP, Reis LB, Finger FL, Baros RS, Carvalho CR, Otoni WC. 2009. Involvement of ethylene in the rooting of seedling shoot cultures of Bexa orellana L. In vitro Dev Biol Plant. 45(6):693-700.
Northmore JA, Zhou V, Chuong SDX. 2012. Multiple shoot induction and plant regeneration of the single-cell C4 species Bienertia sinuspersici. Plant Cell Tiss Organ Cult. 108(1):101-109.
Novita V. 2013. Induksi Embriogenesis Somatik dan Seleksi in Vitro Empat Genotipe Kedelai untuk Toleransi terhadap Cekaman Aluminium. [tesis]. Bogor (ID): Institut Pertanian Bogor.
Owonubi SJ, Ojuederie OB, Olayode MN. 2011. Organogenesis of Bambara groundnut (Vigna subterranea (L.) Verdc.) through in vitro culture from nodal segments. International Journal of Plant Developmental Biology. 5(1):53-57.
Popelka JC, Gollasch S, Moore A, Molvig L, Higgins TJV. 2006. Genetic transformation of cowpea (Vigna unguiculata L.) and stable transmission of the transgenes to progeny. Plant Cell Rep. 25(4):304-312.
Raemakers CJJM, Jacobsen E, Visser RGF. 1995. Secondary somatic embryogenesis and applications in plant breeding. Euphytica. 81(1):93-107. Ranch JP, Oglesby L, Zielinski AC. 1985. Plant regeneration from embryo- derived tissue cultures of soybeans. In vitro Cell Dev Biol. 21(11):653-658. Sinaga S. 1998. Variasi Somaklonal pada Kacang Tanah (Arachis hypogaea L.)
Kultivar Gajah Hasil Kultur Jaringan: Evaluasi pada Generasi R0. [disertasi]. Bogor (ID): Institut Pertanian Bogor.
Somera DA, Samac DA, Olhoft PM. 2003. Recent advances in legume transformation. Plant Physiol. 131(3):892-899.
Sugiyama M. 1999. Organogenesis in vitro. Opinion in Plant Biology. 2:61-64. Tiwari S, Tuli R. 2009. Multiple shoot regeneration in seed-derived immature
leaflet explants of peanut (Arachis hypogaea L.). Scientia Horticultureae.
121(2):223-227.
Widoretno W, Arumningtyas EL. 2003. In vitro methods for inducing somatic embryos of soybean and plantlet regeneration. Hayati. 10(1):19-24.
Wiebke-Strohm B, Homrich MS, Weber RLM, Droste A, Bodanese-Zanettini MH. 2012. Strategies for improvement of soybean regeneration via somatic
36
embryogenesis and genetic transformation. Di dalam: Barrera-Saldaña HA, editor. Genetic Engineering-Basics, New Applications and Responsibilities.
Rijeka (HR): In Tech. hlm 145-172.
Yadav PBS, Padmaja V. 2003. Shoot organogenesis and plantlet regeneration from leaf of pigeon pea. Plant Cell, Tissue Organ Culture. 73(2):197-200. Zuyasna. 2004. Studi Genetik Kemampuan Membentuk Embrio Somatik pada
Kacang Tanah (Arachis hypogaea L.). [disertasi]. Bogor (ID): Institut Pertanian Bogor.
37
4
KERAGAMAN GENETIK KACANG BOGOR
(Vigna subterranea L. Verdc.) BERDASARKAN
MARKA SSR
1Abstrak
Kacang bogor (Vigna subterranea L. Verdc.) merupakan tanaman legume penting yang kurang dimanfaatkan di Indonesia. Penelitian ini bertujuan mendapatkan informasi tentang keragaman kacang bogor asal Sukabumi dan Sumedang, Jawa Barat, Indonesia. Penelitian ini menggunakan 130 aksesi kacang bogor dianalisis dengan menggunakan lima marka SSR (Simple Sequence Repeat). Jumlah alel total yang terdeteksi yaitu sepuluh alel dengan rata-rata dua alel per lokus. Hasil penelitian menunjukkan bahwa sebaran alel dan keragaman genetik aksesi asal Sumedang lebih tinggi daripada aksesi asal Sukabumi dengan 1.8 dan 1.6 alel per lokus, dan 0.120 dan 0.020, berturut-turut. Jarak genetik menunjukkan bahwa aksesi Sumedang dan Sukabumi mimiliki kemiripan yang tinggi. Pohon filogenetik dibuat berdasarkan jarak genetik (DA) menunjukkan bahwa aksesi
kacang bogor terbagi kedalam dua kelompok utama berdasarkan daerah asal (Sukabumi dan Sumedang). Hal ini juga sejalan dengan hasil analisis program struktur.
Kata kunci: jarak genetik, SSR bambara, Sukabumi, Sumedang,
1
38