METODOLOGI PENELITIAN
3.3 Prosedur Penelitian
3.3 Prosedur Penelitian
3.3.1 Pembuatan Larutan Pereaksi
3.3.1.1 Pembuatan larutan CH3COOH 1%
Dipipet 1 ml larutan CH3COOH glasial kemudian dimasukkan ke dalam labu takar 100 ml. Diencerkan dengan akuades hingga garis tanda. Kemudian dihomogenkan.
3.3.1.2 Pembuatan Larutan Kitosan 2%
Ditimbang 1 g kitosan kemudian dimasukkan kedalam gelas beaker. Ditambahkan 50 mL larutan CH3COOH 1%. Didiamkan selama ± 1 jam hingga seluruh kitosan larut.
3.3.2 Penyediaan Sisik Ikan
Sisik ikan gurami yang sudah diambil dibersikan terlebih dahulu dengan menggunakan air agar terpisah dari kotoran, kemudian direndam dengan menggunakan larutan NaOH 0,1 M selama 3 hari (dengan penggantiaan larutan setiap hari), kemudian sisik ikan disaring dengan kertas saring biasa lalu dicuci dengan menggunakan akuades sampai pH nya netral, kemudian dikeringkan dengan suhu 60ºC. Setelah itu dihaluskan dan diayak.
3.3.3 Pembuatan Edible Film
3.3.3.1 Pembuatan Edible Film dengan Campuran Tepung Tapioka, Gliserin dan Kitosan 2%
Sebanyak 1,5 g tepung tapioka dimasukkan kedalam gelas beaker yang telah diisi dengan 25 mL akuades, ditambahkan 1 ml Gliserin.Diaduk hingga homogen.Dipanaskan diatas hotplate pada suhu ±50oC hingga bercampur menjadi cairan putih kental.Kemudian ditambahkan larutan kitosan 2% sebanyak 12 ml. Diaduk hingga homogen. Campuran dituang ke plat akrilik dan diratakan. Dikeringkan didalam oven pada suhu ±40oC selama ± 2 hari. Kemudian hasil
36
dikarakterisasi dengan uji tarik, uji keregangan, pengukuran ketebalan, analisa permukaan dengan SEM, analisa FT-IR, uji antioksidan, uji antibakteri.
3.3.3.2 Pembuatan Edible Film dengan Campuran Tepung Tapioka, Sisik Ikan Gurami, Gliserin dan Kitosan 2%
Sebanyak 1,5 g tepung tapioka dimasukkan kedalam gelas beaker yang telah diisi dengan 25 mL akuades, ditambah 1 ml Gliserin dan 0,1 g sisik ikan gurami.Diaduk hingga homogen.Dipanaskan diatas hotplate pada suhu ±50oC hingga bercampur menjadi cairan putih kental.Kemudian ditambahkan larutan kitosan 2% sebanyak 12 ml. Diaduk hingga homogen. Campuran dituang ke plat akrilik dan diratakan. Dikeringkan didalam oven pada suhu ±40oC selama ± 2 hari. dilakukan hal yang sama untuk variasi berat sisik ikan sebanyak 0,2 g ; 0,3g ; 0,4g; dan 0,5 g. Kemudian hasil dikarakterisasi dengan uji tarik, uji keregangan, pengukuran ketebalan, analisa permukaan dengan SEM, analisa FT-IR, uji antioksidan, uji antibakteri.
3.4. Karakterisasi Edible Film
3.4.1. Uji Tarik / Uji Keregangan
Kekuatan tarik suatu bahan didefinisikan sebagai besarnya beban maksimum (Fmaks) yang digunakan untuk memutuskan spesimennya bahan dibagi dengan luas penampang awal (A0).
�=Fmaks A0 Keterangan :
σ = kekuatan tarik bahan (kgf/mm2) F = tegangan maksimum (kgf) A0 = luas penampang (mm2)
Disamping bersama kekuatan tarik ( σ ) sifat mekanik bahan juga diamati dari sifat kemulurannya (� ) yang dilakukan dengan memilih hasil spesimen dengan ketebalan 0,1 mm dan dipotong membentuk spesimen untuk penguji kemuluran.
37
Kedua spesimen dijepit pada alat kemuluran kemudian dicatat perubahan panjang (mm) berdasarkan besar kecepatan 50 mm/menit.
Perhitungan dilakukan sebagai berikut :
� =It−I0 I0 × 100% �= ������ I0 × 100% Keterangan: � = Kemuluran (%)
I0 = Panjang spesimen mula-mula (mm)
It = Panjang spesimen setelah diberi beban (mm)
3.4.2 Pengukuran Ketebalan Edible Film
Dilakukan pengukuran ketebalan edible film dengan menggunakan jangka sorong pada tiga tempat yang berbeda kemudian dihitung ketebalan rata-rata edible film.
3.4.3 Analisa SEM ( Scanning Electron Microscopy )
Analisa SEM dilakukan untuk mempelajari sifat morfologi dari film yang dihasilkan. Hasil analisis SEM dapat kita lihat rongga-rongga hasil pencampuran serbuk sisik ikan gurami, kitosan, tepung tapioka dan gliserin. Informasi dari analisa ini akan mendapatkan gambaran seberapa baik bahan-bahan tersebut bercampur.
3.4.4 Analisa FT-IR (Fourier Transform Infra Red)
Analisa FT-IR (Fourier Transform Infra Red) merupakan analisa terhadap interaksi senyawa-senyawa yang terkandung dalam edible film berupa uluran atau lekukan gugus fungsi yang ditampilkan dalam bentuk spektrum gelombang. Dalam hal ini, dilihat spektrum interaksi gugus fungsi dari edible film hasil campuran tepung tapioka dengan kitosan, sisik ikan gurami, dan gliserin
38
berdasarkan sifat mekanik edible film yang optimal.Film hasil pencampuran dijepit pada tempat sampel kemudian diletakkan pada alat ke arah sinar infrared. Hasilnya akan direkam ke dalam berskala berupa aliran kurva bilangan gelombang terhadap intensitas.
3.4.5. Uji Aktivitas Antioksidan dengan Metode DPPH 3.4.5.2. Pembuatan Larutan DPPH 0,3 mM
Larutan DPPH 0,3 mM dibuat dengan melarutkan 11,85 g serbuk DPPH dalam etanol p.a pada labu takar 100 mL, kemudian dihomogenkan.
3.4.5.3. Pembuatan Variasi Larutan Edible Film
Edible film dibuat larutan induk 1000 ppm : dengan melarutkan 0,025 g edible film dengan pelarut etanol dalam labu takar 25 mL. Kemudian dari larutan induk dibuat larutan 100 ppm, dari larutan 100 ppm dibuat lagi variasi konsentrasi larutan 10 ppm, 20 ppm, 40 ppm, 60 ppm dan 80 ppm untuk diuji aktivitas antioksidannya.
3.4.5.4. Uji Antioksidan 3.4.5.4.1. Larutan Blanko
Sebanyak 1 ml larutan induk DPPH 0,3 mM ditambahkan 2,5 ml etanol p.a dihomogenkan dalam tabung reaksi dan dibiarkan selama 30 menit pada ruang gelap. Setelah itu diukur absorbansi dengan panjang gelombang maksimum 515 nm.
3.4.5.4.2. Uji Aktivitas Antioksidan pada Edible Film
Sebanyak 1 ml larutan DPPH 0,3 mM ditambahkan kedalam 2,5 ml larutan edible film 10 ppm, dihomogenkan dalam tabung reaksi dan dibiarkan selama 30 menit pada ruang gelap. Setelah itu, diukur absorbansi dengan panjang gelombang
39
maksimum 515 nm. Dilakukan dengan cara yang sama terhadap larutan edible film 20 ppm, 40 ppm, 60 ppm dan 80 ppm.
3.4.6. Uji Aktivitas Antibakteri
3.4.6.1. Uji Aktivitas dengan Metode Kirby Bauer
Dituang media MHA (Mueller Hinton Agar) steril kedalam cawan petri secara aseptis dan biarkan hingga memadat. Dibuat suspensi bakteri uji dengan cara mengambil biakkan bakteri tersebut untuk selanjutnya dihomogenkan kedalam 10 ml garam fisiologis (0,9 %). Konsentrasi bakteri uji selanjutnya disamakan dengan konsentrasi larutan McFarland (108 CFU/mL). Suspensi bakteri uji tersebut selanjutnya diinokulasikan dengan cara menggoresnya menggunakan cotton bud steril hingga merata pada media MHA yang telah memadat. Dimasukkan potongan edible film kedalam media uji untuk selanjutnya diinkubasi pada suhu 34 oC. Diamati dan diukur hasil uji antibakteri yang dihasilkan edible film dimulai dari hari pertama, ketiga dan kelima setelah masa inkubasi.
3.4.6.2. Uji Aktivitas dengan Metode Total Plate Count
Disiapkan 5 buah tabung reaksi yang masing-masing berisi 9 mL akuades steril. Selanjutnya ditimbang sebanyak 1 g sampel uji untuk dimasukkan kedalam tabung reaksi pertama. Dari hasil homogenisasi antara 9 ml akuadest steril dengan 1 g sampel uji diperoleh faktor pengenceran dengan konsetrasi 10-1. Dari hasil pengenceran 10-1 diambil sebanyak 1 ml untuk dimasukkan kedalam tabung ke 2. Hasill homogenisasi pada tabung ke dua akan memperoleh faktor pengenceran dengan konsentrasi 10-2 begitu seterusnya hingga diperoleh faktor pengenceran 10-5. Diambil masing-masing sebanyak 0,1 ml dari pengenceran 10-4 dan 10-5 untuk diinokulasikan kedalam 2 cawan petri yang berbeda. Dituangkan media PCA (Plate Count Agar) pada kisaran suhu ±36 oC kedalam cawan petri yang telah berisi 0,1 ml larutan dari hasil faktor pengenceran 10-4 dan 10-5. Diinkubasi hasil TPC dengan metode cawan tuang tersebut pada suhu 34 oC selama 1 x 24 jam. Dihitung jumlah koloni yang tumbuh setelah masa inkubasi.
40