1
PERATURAN-PERATURAN LABORATORIUM
1. Setiap mahasiswa diharuskan ada di laboratorium pada waktu yang ditentukan jika berhalangan karena sakit atau alasan lain harus memberitahukan kepada asisten praktikum.
2. Selama praktikum berlangsung, mahasiswa diwajibkan memakai jas lab dengan rapih dan sepatu tertutup.
3. Meja tempat bekerja harus bersih. Botol-botol berisi reagen harus segera diletakkan kembali kepada tempatnya, apabila meja kerja terkotori oleh bahan-bahan kimia, maka harus segera dibersihkan.
4. Jangan meletakkan buku-buku di meja tempat bekerja, tetapi harus disimpan di tempat terpisah.
5. Tuliskan semua pengamatan pada waktu bekerja dalam buku jurnal, jangan sekali-kali di atas sehelai kertas.
6. Periksalah dengan teliti apakah alat-alat yang dipinjam sudah lengkap sesuai dengan kebutuhan.
7. Alat-alat yang dipakai harus dibersihkan oleh mahasiswa sendiri tidak boleh menyuruh pegawai/teknisi laboratorium.
8. Berhematlah dengan bahan bakar, bahan-bahan kimia dan air, jika lampu-lampu pembakar tidak dipakai, segera matikan apinya.
9. Jangan meletakkan benda-benda panas di atas meja tempat bekerja, tetapi letakkan di atas kawat kasa atau di atas sepotong papan.
10. Kayu api yang sudah terbakar, kerta kering dan benda-benda padat lainnya jangan dibuang di atas lantai atau dalam bak cuci, tetapi buanglah di tempat sampah yang sudah disediakan.
11. Mendidihkan atau menguapkan larutan asam keras, ammonia atau zat-zat lain yang mengeluarkan uap berbahaya harus dilakukan dalam lemari asam, demikian pula kalau bekerja dengan H2S2, HCN dan lain-lain. Jangan menggunakan pipet apabila akan
mengambil larutan-larutan beracun, sangat berbahaya.
12. Jika bekerja dengan zat-zat yang mudah menguap dan mudah terbakar maka semua nyala api yang berdekatan harus dipadamkan. Kalau terjadi kebakaran, padamkanlah dengan menggunakan alat pemadam api ringan atau APAR (perhatikan pemakaiannya) 13. Jangan membuang larutan-larutan perak, iodium atau larutan lain yang berbahaya ke tempat pembuangan atau ke dalam bak air ledeng tetapi masukkan ke dalam botol yang telah di sediakan.
14. Pada waktu mengencerkan H2SO4 pekat, jangan sekali-kali menuangkan air ke dalam
larutan asam, tetapi tambahkanlah asam tersebut ke dalam larutan air sedikit sambil aduk sebaiknya sambil didinginkan dalam air.
15. Pada waktu memanaskan tabung reaksi yang berisi cairan, janganlah mulut tabung dihadapkan pada dirimu sendiri atau pada orang lain, hadapkanlah mulut tabung pada tempat yang aman.
2 16. Pelajarilah penuntun-penuntun praktikum dan teori yang menunjang sebelum anda melakukan praktikum, supaya anda tahu apa yang harus anda lakukan pada saat praktikum berlangsung.
17. Sisa logam Natrium harus direaksikan dahulu dengan Metanol dan Etanol dan baru dibuang.
18. Para mahasiswa harus membawa atau menyediakan sendiri dua potong kain lap untuk membersihkan meja dan mengeringkan alat.
19. Mahasiswa yang tidak mematuhi peraturan-peraturan yang telah ditetapkan maka asisten berhak untuk mengeluarkan dari laboratorium
3
PERTOLONGAN PERTAMA DALAM LABORATORIUM
1. Jika kena kulit:
Asam : Bilaslah dengan larutan banyak air dan cuci dengan larutan soda 30% Basa : Bilslah segera dengan banyak air dan cuci dengan asam cuka encer (1%)
kemudian olesi dengan Boor salep.
Brom : Cucilah dengan alkohol atau anti brom yang dibuat dari :1 bagian ammonia 25%, 2 bagian terpentin, 10 bagian alkohol.
2. Jika kena mata:
Asam : Cucilah segera dengan larutan natrium bikarbonat 3 % Basa : Cucilah segera dengan larutan asam borat 3%
Minyak : Cucilah segera dengan alkohol 5% 3. Luka terbakar:
Luka segera di olesi dengan boor salep di balut dengan larutan asam pikrat 1%. Pada luka agak parah, jangan memakai minyak, tetapi balutlah dengan larutan tannin 5% yang baru di buat.
4
MODUL 1
PENGENALAN KARAKTERISTIK BIOMOLEKUL
I. REAKSI UJI KARBOHIDRAT 1.1 Uji Fehling
Tujuan : untuk mengetahui adanya gugus aldehid.
Bahan : larutan glukosa 1%, larutan fruktosa 1%, larutan sukrosa 1%, larutan amilum 1%, pereaksi Fehling A (CuSO4), dan pereaksi Fehling B
(campuran NaOH dan kalium natrium tartrat)
Alat : tabung reaksi, penjepit tabung, lampu spirtus, penangas, pipet tetes Prosedur : Tambahkan masing-masing 0,5 ml pereaksi Fehling A dan 0,5 ml
pereaksi Fehling B ke dalam tabung-tabung reaksi yang telah berisi 1 ml larutan-larutan glukosa, fruktosa, sukrosa, dan amilum, lalu campurkan dengan baik. Panaskan tabung di atas penangas selama beberapa menit. Reaksi : terbentuk endapan berwarna merah bata (+)
Pengamatan:
Zat Uji Hasil Uji Aldehid (+/-)
Glukosa 1% Fruktosa 1% Sukrosa 1% Amilum 1%
1.2 Uji Benedict
Tujuan : membuktikan adanya gula reduksi
Bahan : larutan glukosa 1%, larutan fruktosa 1%, larutan sukrosa 1%, larutan amilum 1%, pereaksi Benedict
Alat : tabung reaksi, pipet tetes, penjepit tabung, lampu spirtus, alat penangas Prosedur : Tambahkan 10 tetes dari setiap larutan karbohidrat (glukosa, fruktosa,
sukrosa, dan amilum) ke dalam masing-masing tabung yang telah berisi 2 ml reagen Benedict, campurkan dengan baik. Tempatkan semua tabung di dalam penangas air didih selama tiga menit, biarkan mendingin, lalu perhatikan warna atau endapan yang terbentuk.
Reaksi : Terbentuk endapan warna biru kehijauan (+), kuning (++), atau merah bata (+++) tergantung kadar gula pereduksi yang ada.
Pengamatan:
Zat Uji Hasil Uji Gula reduksi (+/-)
Glukosa 1% Fruktosa 1% Sukrosa 1% Amilum 1%
5
1.3 Uji Tollens
Tujuan : untuk membuktikan adanya gugus aldehid dan keton pada karbohidrat Bahan : larutan glukosa 1%, larutan fruktosa 1%, larutan sukrosa 1%, larutan
amilum 1%, pereaksiTollens
Alat : tabung reaksi, pipet tetes, penjepit tabung, lampu spirtus
Prosedur : Tambahkan 1 ml pereaksi Tollens pada setiap tabung reaksi yang berisi 1 ml larutan karbohidrat (glukosa, fruktosa, sukrosa, dan amilum). Campurkan dengan baik dan panaskan di atas api selama 1 menit. Amati perubahan yang terjadi.
Reaksi : terbentuk cincin perak atau endapan perak yang berwarna hitam atau abu-abu (+).
Pengamatan:
Zat Uji Hasil Uji Gugus aldehid dan keton (+/-)
Glukosa 1% Fruktosa 1% Sukrosa 1% Amilum 1%
1.4 Uji Iodin
Tujuan : membuktikan adanya polisakarida (amilum, dekstrin, glikogen)
Bahan : larutan glukosa 1%, larutan fruktosa 1%, larutan sukrosa 1%, larutan amilum 1%, larutan dekstrin 1%, larutan glikogen 1%, pereaksi Iodium Alat : tabung reaksi, pipet tetes
Prosedur : Tambahkan 5 tetes pereaksi Iodium pada setiap tabung reaksi yang berisi 1 ml larutan karbohidrat (glukosa, fruktosa, sukrosa, amilum, dekstrin, glikogen). Campurkan dengan baik dan amati perubahan warna yang terjadi.
Reaksi : terbentuk warna biru (+++), merah anggur (++), dan merah coklat (+) Pengamatan:
Zat Uji Hasil Uji Polisakarida (+/-)
Glukosa 1% Fruktosa 1% Sukrosa 1% Amilum 1% Dextrin 1% Glikogen 1% 1.5 Hidrolisis Pati
6 Bahan : larutan amilum 1%, HCl 2N, NaOH 2%, pereaksi Benedict, kertas lakmus Alat : tabung reaksi, pipet tetes, alat penangas, lampu spirtus, penjepit tabung Prosedur : Masukkan sebanyak 5 ml amilum ke dalam tabung reaksi, kemudian
tambahkan 2,5 ml HCl 2N, campurkan hingga homogen dan masukkan ke dalam penangas air mendidih (sesekali tabung reaksi digoyangkan). Setelah 5 menit, ambil larutan 2 tetes ke dalam plat tetes, tambahkan 2 tetes pereaksi Iodin, catat perubahan warna yang terjadi. Ulangi setiap 5 menit sampai diperoleh warna kuning pucat. Hidrolisis dilanjutkan lagi selama 5 menit, kemudian larutan didinginkan. Larutan dinetralkan dengan menambahkan NaOH 2N (uji dengan kertas lakmus).
Siapkan tabung reaksi berisi 2 ml pereaksi Benedict, tambahkan 10 tetes larutan yang telah dihidrolisis, campurkan dengan baik. Kemudian tabung reaksi dipanaskan di dalam penangas air selama 3 menit. Catat perubahan yang terjadi dan simpulkan apa yang dihasilkan dari hidrolisis pati.
Reaksi : Terjadi perubahan warna larutan mulai warna biru, ungu, merah, kuning coklat, sampai kuning setelah diuji dengan Iodium selama proses hidrolisis. Hidrolisis terjadi dengan sempurna apabila dengan pereaksi Benedict/Fehling menunjukkan reaksi negatif (-).
Pengamatan:
Waktu hidrolisis (menit) Hasil Uji Iodium Hasil Hidrolisis
5 10 15 20 25
Hasil uji Benedict/Fehling: ………..
II. REAKSI UJI LEMAK 2.1 Uji Kelarutan Minyak/Lemak
Tujuan : mengetahui kelarutan lemak pada berbagai pelarut
Bahan : minyak kelapa, aquades, HCl 2N, Na2CO3 1%, alkohol 96%, eter,
kloroform, benzene Alat : tabung reaksi, pipet tetes
Prosedur : Isilah tabung reaksi berturut-turut dengan aquades, HCl, Na2CO3, alcohol
96%, eter, kloroform, dan benzene masing-masing 1 ml. Tambahkan ke dalam masing-masing tabung 2 tetes minyak kelapa. Kocok sampai homogen, biarkan beberapa saat, kemudian amati sifat kelarutannya Reaksi : Larut sempurna (++), membentuk emulsi (+), tidak larut (-)
7 Pengamatan:
Bahan Hasil Uji Hasil uji: larut/emulsi/tidak larut
Minyak + aquades Minyak + HCl 2N Minyak + Na2CO3 Minyak + alkohol 96% Minyak + eter Minyak + kloroform Minyak + benzene
2.2 Uji Keasaman Lemak/Minyak
Tujuan : mengetahui sifat asam dan ketengikan minyak
Bahan : minyak kelapa, minyak kelapa tengik, kertas lakmus/indikator universal Alat : tabung reaksi, pipet tetes
Prosedur : pipet minyak kelapa dan minyak kelapa tengik, teteskan pada kertas lakmus merah, lakmus biru, dan indikator universal. Amati perubahan warna pada lakmus/indikator.
Reaksi : Minyak yang asam akan merubah lakmus biru menjadi merah dan pH < 6.5
Pengamatan:
Bahan Hasil Uji Lakmus Asam (+/-) Nilai pH
Minyak kelapa Minyak kelapa tengik
2.3 Uji Peroksida
Tujuan : mengetahui kandungan peroksida di dalam minyak tengik
Bahan : minyak olive/zaitun, minyak kelapa tengik, asam asetat glasial, larutan KI 10%, kloroform
Alat : tabung reaksi, pipet tetes
Prosedur : Larutkan masing-masing 1 ml minyak olive dan minyak kelapa tengik di dalam 1 ml kloroform, tambahkan 2 ml asam asetat glasial dan satu tetes larutan KI 10%, aduk dengan baik dan biarkan selama 5 menit. Catat perbahan yang terjadi.
Reaksi : Adanya peroksida ditunjukan dengan pembebasan Iodin (warna biru). Pengamatan:
Bahan Hasil Uji Peroksida (+/-)
Minyak kelapa tengik Minyak zaitun
8
2.4 Uji Ketidakjenuhan Minyak
Tujuan : mengetahui sifat ketidakjenuhan minyak atau lemak Bahan : minyak kelapa, margarin, kloroform, Iodin
Alat : tabung reaksi, pipet tetes
Prosedur : Larutkan masing-masing 1 ml minyak kelapa dan margarin di dalam 2 ml kloroform. Tambahkan tetes demi tetes Iodin sehingga warna kuning Iodin tidak berubah. Hitung jumlah tetesan Iodin yang dibutuhkan. Bandingkan jumlah tetesannya.
Reaksi : Asam lemak tak jenuh akan menghilangkan warna Iodin Pengamatan:
Bahan Jumlah tetesan Iodin Kesimpulan
Minyak kelapa Margarin
III. REAKSI UJI PROTEIN 3.1 Uji Biuret
Tujuan : Membuktikan adanya molekul-molekul peptide pada protein
Bahan : Putih telur/albumin, susu murni, sari kedelai, NaOH 2,5N, CuSO4 0,01M Alat : tabung reaksi, pipet tetes
Prosedur : Tambahkan 1 ml NaOH 2,5 M ke dalam 3 ml larutan protein (telur, susu, kedelai) dan aduk dengan baik. Tambahkan 3 tetes CuSO4 0,2 M. Aduk
jika tidak timbul warna, tambahkan lagi setetes atau 2 tetes CuSO4.
Reaksi : Membentuk senyawa kompleks berwarna ungu (+) Pengamatan:
Bahan Hasil Uji Biuret Peptida (+/-)
Putih telur Susu Murni Sari Kedelai
3.2 Pengendapan Protein
3.2.1 Pengendapan dengan garam
Tujuan : Pengaruh garam jenuh terhadap kelarutan protein
Bahan : Putih telur/albumin, susu murni, sari kedelai, (NH4)2SO4 jenuh, NaCl
5%, CaCl2 5%
Alat : tabung reaksi, pipet tetes
Prosedur : Sediakan tabung reaksi, isi masing-masing dengan 2 ml larutan protein (telur, susu, sari kedelai). Ke dalam masing-masing tabung tambahkan (NH4)2SO4 jenuh, NaCl 5%, dan CaCl2 5% tetes demi tetes
9 sampai timbul endapan. Tambahkan kembali air sampai berlebihan, kocok tabung dan amati perubahan yang terjadi.
Reaksi : Terbentuk endapan akibat pemisahan protein oleh garam (salting out) Pengamatan:
Bahan Jumlah tetesan Salting out (+/-)
(NH4)2SO4 jenuh NaCl 5% CaCl2 5% Putih telur Putih telur Putih telur Susu Murni Susu Murni Susu Murni Sari Kedelai Sari Kedelai Sari Kedelai
3.2.2 Pengendapan dengan logam
Tujuan : Pengaruh logam berat terhadap kelarutan protein
Bahan : Putih telur/albumin, susu murni, sari kedelai, Pb asetat 0,2 M, HgCl2
0,2 M, CuSO4 0,2 M
Alat : tabung reaksi, pipet tetes
Prosedur : Sediakan tabung reaksi, isi masing-masing dengan 2 ml larutan protein (telur, susu, sari kedelai). Kedalam masing-masing tabung tambahkan 5 tetes Pb asetat 0,2 M, HgCl2 0,2 M, CuSO4 0,2 M. Amati
perubahan yang terjadi.
Reaksi : Terbentuk endapan akibat denaturasi irreversible oleh logam berat Hg2+, Pb2+, dan Cu2+
Pengamatan:
Bahan Pb asetat 0,2 M HgCl2 0,2 M CuSO4 0,2 M Denaturasi (+/-)
Putih telur Putih telur Putih telur Susu Murni Susu Murni Susu Murni Sari Kedelai Sari Kedelai Sari Kedelai
10 3.3.3 Pengendapan oleh asam encer dan alkohol
Tujuan : Pengaruh asam encer dan alkohol terhadap kelarutan protein
Bahan : Putih telur/albumin, susu murni, sari kedelai, asam asetat encer, etanol 96%
Alat : tabung reaksi, pipet tetes
Prosedur : Sediakan tabung reaksi, isi masing-masing dengan 2 ml larutan protein (telur, susu, sari kedelai). Ke dalam masing-masing tabung tambahkan 1 ml asam asetat encer dan etanol 96%. Amati perubahan yang terjadi.
Reaksi : Terbentuk endapan akibat denaturasi irreversible oleh asam organik dan alcohol
Pengamatan:
Bahan Asam asetat encer Etanol 96% Denaturasi (+/-)
Putih telur Putih telur Susu Murni Susu Murni Sari Kedelai Sari Kedelai
3.4 Uji Asam Amino
3.4.1 Uji Millon
Tujuan : Membuktikan adanya asam amino tirosin
Bahan : Putih telur/albumin, susu murni, sari kedelai, pereaksi Millon Alat : tabung reaksi, pipet tetes, penjepit tabung, alat pemanas
Prosedur : Tambahkan 5 tetes pereaksi Millon ke dalam 3 ml larutan protein (susu, telur, sari kedelai), panaskan campuran baik-baik dan amati perubahan yang terjadi.
Reaksi : Terbentuk warna merah (+) yang merupakan garam merkuri dari asam amino tirosina yang ternitrasi.
Pengamatan:
Bahan Hasil Uji Millon Tirosin (+/-)
Putih telur Susu Murni Sari Kedelai 3.4.2 Uji Ninhidrin
Tujuan : Membuktikan adanya asam amino bebas dalam protein
11 Alat : tabung reaksi, pipet tetes, penjepit tabung, alat pemanas
Prosedur : Tambahkan 10 tetes pereaksi Ninhidrin ke dalam 3 ml larutan protein (susu, telur, sari kedelai), panaskan campuran baik-baik dan amati perubahan yang terjadi.
Reaksi : Adanya asam amino bebas di dalam protein akan membentuk kompleks berwarna biru (++) setelah bereaksi dengan ninhidrin, tetapi asam amino prolin dan hidroksiprolin akan menghasilkan warna kuning (+).
Pengamatan:
Bahan Hasil Uji Ninhidrin Jenis asam amino
Putih telur Susu Murni Sari Kedelai
IV. REAKSI UJI ENZIM
4.1 Pengaruh suhu terhadap aktivitas enzim
Tujuan : Mengetahui pengaruh suhu terhadap aktivitas enzim
Bahan : Larutan amilum 2%, enzim α-amylase, larutan Iodin, pereaksi Benedict Alat : waterbath, alat pemanas, tabung reaksi, gelas kimia, pipet ukur
Prosedur : Sebanyak 5 buah tabung reaksi masing-masing diisi dengan 2 ml larutan amilum, tambahkan masing-masing 1 ml enzim amylase. Tabung 1 masukkan ke dalam lemari es, tabung 2 disimpan pada suhu kamar, tabung 3 disimpan pada waterbath suhu 37-40oC, tabung 4 disimpan pada waterbath dengan suhu 75-80oC, tabung 5 disimpan di dalam air mendidih. Biarkan di dalam masing-masing tempat selama 15 menit. Larutan dibagi 2 ke dalam tabung reaksi bersih. Pada tabung pertama teteskan 3 tetes larutan Iodin. Amati perubahan yang terjadi. Pada tabung kedua tambahkan 2 ml pereaksi Benedict, kocok dengan baik dan tempatkan pada penangas air selama 3 menit, amati perubahan yang terjadi. Ulangi prosedur dengan menggunkan air liur sebagai pengganti enzim α-amylase.
Reaksi : Enzim α-amylase dapat bekerja dengan baik apabila uji Iodin menghasilkan warna kuning (-) dan Uji Benendict menghasilkan endapan berwarna kuning/merah bata (+).
Pengamatan:
No Tabung Suhu (oC) Perubahan Warna Kesimpulan
Uji Iodin Uji Benedict
12
2 25-30
3 30-40
4 75-80
5 100
4.2 Pengaruh pH terhadap aktivitas enzim
Tujuan : Mengetahui pengaruh pH terhadap aktivitas enzim
Bahan : Larutan amilum 2%, enzim α-amylase, HCl 0,4% (pH = 1), aquades (pH = 7), larutan Na2CO3 1% (pH = 9), larutan Iodin, pereaksi Benedict
Alat : tabung reaksi, pipet ukur, alat pemanas
Prosedur : Sediakan 3 buah tabung reaksi, tabung 1 diisi dengan 1 ml HCl 0.4%, tabung 2 dengan 1 ml aquades, tabung 3 diisi dengan 1 ml Na2CO3 1%.
Ke dalam masing-masing tabung diisi 2 ml larutan amilum dan 1 ml enzim amylase. Campurkan sampai homogen, dan biarkan selama 15 menit. Larutan dibagi menjadi 2 bagian dan diuji dengan larutan Iodin dan pereaksi Benedict. Amati dan catat perubahan yang terjadi. Ulangi prosedur dengan menggunkan air liur sebagai pengganti enzim α-amylase.
Reaksi : Enzim α-amylase dapat bekerja dengan baik apabila uji Iodin menghasilkan warna kuning (-) dan Uji Benendict menghasilkan endapan berwarna kuning/merah bata (+).
Pengamatan:
No
Tabung pH
Perubahan Warna
Kesimpulan
Uji Iodin Uji Benedict
1 1.0
2 7.0
3 9.0
4.3 Pengaruh konsentrasi enzim terhadap aktivitas enzim
Tujuan : Mengetahui pengaruh konsentrasi enzim terhadap aktivitas enzim Bahan : Larutan amilum 2%, enzim α-amylase, larutan Iodin, pereaksi Benedict Alat : tabung reaksi, pipet ukur, alat pemanas
Prosedur : Sediakan 3 buah tabung reaksi, tabung 1, 2, dan 3 masing-masing diisi berturut-turut dengan 0,5, 1,0, dan 1,5 ml enzim α-amylase. Ke dalam masing-masing tabung diisi 2 ml larutan amilum. Campurkan sampai homogen, dan biarkan selama 15 menit. Larutan dibagi menjadi 2 bagian dan diuji dengan larutan iodium dan pereaksi Benedict. Amati dan catat perubahan yang terjadi.
Reaksi : Enzim α-amylase dapat bekerja dengan baik apabila uji Iodin menghasilkan warna kuning (-) dan Uji Benendict menghasilkan
13 endapan berwarna kuning/merah bata (+).
Pengamatan:
No Tabung Konsentrasi enzim α-amylase (ml)
Perubahan Warna
Kesimpulan Uji Iodin Uji Benedict
1 0,5
2 1,0
14
MODUL 2
ANALISIS KUANTITATIF SENYAWA BIOMOLEKUL
I. KARBOHIDRAT
1.1 Penentuan kadar gula pereduksi metode Nelson-Somogyi
Tujuan : menentukan kadar gula pereguksi pada contoh dengan menggunakan metode Nelson-Somogyi
Alat : gelas piala 250 ml, blender, pH meter, penangas, corong, labu takar 250 ml, tabung reaksi, vortex, spektrofotometer
Bahan : alkohol 80%, CaCO3, kertas saring, Na-oxalate kering, pereaksi tembaga
sulfat, pereaksi arsenomolibdat, contoh padat (tepung-tepungan dan buah-buahan)
Pereaksi tembaga sulfat: larutkan 28 g Na2HPO4 anhidrous dan 4g KNa
tartrat dalam 700 ml air, tambahkan 100 ml NaOH 1N sambil diaduk, kemudian tambahkan 80 ml CuSO4 10% (w/w). Tambahkan 180 g Na2SO4
anhidrous, kemudian tepatkan larutan menjadi 1 liter. Biarkan selama satu malan, kemudian dekantasi supernatant jernih atau dengan cara disaring.
Pereaksi arsenomolibdat: larutkan 25g ammonium molibdat dalam 450
ml air, tambahkan 21 ml H2SO4 pekat, campur merata. Tambahkan 3g
NaHAsO4.7H2O yang sudah dilarutkan dalam 25 ml air. Aduk dan
inkubasi pasa 37oC selama 24-48 jam. Simpan di dalam botol coklat di dalam lemari.
Prosedur : a. Persiapan contoh padat
- 10 g contoh padat dalam gelas piala, tambahkan 10 ml alkohol 80%.
- Hancurkan contoh dengan waring blender sampai semua gula terekstrak.
- Pindahkan hancuran contoh ke dalam gelas piala lain secara kuantitatif.
- Saring contoh dan pindahkan filtrat yang diperoleh ke dalam gelas piala lain.
- Cuci sisa padatan pada kertas saring dengan alkohol 80% sampai seluruh gula terlarut masuk kedalam fasa filtrat.
- Ukur nilai pH dari filtrat contoh. Bila asam, tambahkan CaCO3
sampai basa dan panaskan pada penangas air 100oC selama 30 menit.
- Saring contoh dengan kertas saring whatman nomer 2.
- Uapkan alkohol dari contoh dengan memanaskan filtrat pada penangas air 85oC.
- Jika masih ada endapan, saring kembali contoh. Tambahkan Pb asetat bila larutan keruh atau berwarna. Tambahkan Na-oksalat
15 kering sebanyak 0,5 g untuk mengendapkan Pb dan saring kembali contoh.
- Pindahkan filtrat kedalam labu takar 250 ml. tepatkan volume sampai tanda tera dengan air destilata.
- Kocok labu takar, dan larutan siap digunakan.
b. Pembuatan Kurva Standar
- Buat larutan glukosa standar (10 mg/100 ml), kemudian dilakukan 9 kali pengenceran sehingga diperoleh larutan glukosa standar dengan konsentrasi masing-masing 0,1; 0,2; 0,3; 0,4; 0,5; 0,6; 0,7; 0,8; 0,9; 10 mg/100 ml.
- Siapkan 10 buah tabung reaksi yang bersih dan kering, isilah masing-masing dengan 1 ml larutan glukosa standar di atas, dan satu tabung dengan 1 ml aquades sebagai blanko.
- Tambahkan pada masing-masing tabung 1 ml pereaksi tembaga sulfat, tempatkan tabung reaksi dalam penangas air 100oC selama 15 menit, kemudian dinginkan dengan merendam tabung dalam air dingin.
- Tambahkan pada masing-masing tabung 1 ml pereaksi arsenomolibdat, vortex.
- Encerkan sampai volume 10 ml, tergantung kepekatan warna larutan
- Ukur absorbans masing-masing larutan pada 540 nm.
- Buat kurva standar dari larutan glukosa standar yang menunjukkan hubungan antara kadar glukosa dan absorbansi
c. Analisis Gula Reduksi
- Pipet sebanyak 1 ml larutan dari hasil persiapan contoh ke dalam 3 buah tabung reaksi, tambahkan masing-masing 1 ml pereaksi tembaga sulfat.
- Tempatkan tabung reaksi dalam penangas air 100oC selama 15 menit, kemudian dinginkan dengan merendam tabung dalam air dingin.
- Tambahkan pada masing-masing tabung 1 ml pereaksi arsenomolibdat, vortex.
- Encerkan sampai volume 10 ml, tergantung kepekatan warna larutan.
- Ukur absorbans masing-masing larutan pada 540 nm.
- Hitung kadar gula pereduksi (mg/100 ml) dengan membandingkannya dengan kurva standar.
II. LEMAK
16 Tujuan : Menentukan tingkat ketengikan/angka peroksida pada contoh minyak yang
telah mengalami kerusakan (ketengikan) Alat : Buret standar, Erlenmeyer 250 ml
Bahan : Minyak tengik/jelantah, Na2S2O3 0,1 N, Larutan KI 20% jenuh, Larutan
asam asetat-kloroform (3:2), Larutan amilum 1%
Prosedur : - Timbang 5 gram contoh minyak jelantah dan masukan ke dalam Erlenmeyer tertutup dan tambahkan ± 10 ml larutan asam asetat-kloroform (3:2), goyangkan larutan sampai bahan terlarut semua. Tambahkan 2 ml larutan KI 20% kemudian tambahkan 30 ml aquades. Diamkan selama 10 menit dalam ruang gelap.
- Tambahkan 0,5 ml larutan amilum 1 % untuk melihat adanya iodium yang dibebaskan.
- Titrasi kelebihan iod dengan 0,1 N Na2S2O3 sampai warna biru mulai
hilang.
- Dengan cara yang sama lakukan penetapan untuk blanko.
- Angka peroksida dinyatakan dalam mili ekuivalen dari peroksida setiap 1000 gram contoh :
A = volume Na2S2O3 contoh – volume Na2S2O3 blanko
N = Normalitas Na2S2O3
2.2 Tes Asam Lemak Bebas (free fatty acid)
Tujuan : Menghitung kadar asam lemak bebas dan angka asam pada contoh minyak Bahan : Minyak kelapa, alkohol netral, fenolftalein, NaOH 0,1N
Alat : Buret standar, Erlenmeyer 250 ml, penangas
Prosedur : - Minyak diaduk dan berada dalam keadaan cair pada waktu diambil contohnya. Masukkan sebanyak 20 g minyak kelapa, masukkan kedalam Erlenmeyer. Tambahkan 50 ml alkohol netral, kemudian panaskan sampai mendidih di dalam penangas selama 10 menit.
- Tambahkan 3 tetes indikator fenolftalein, kemudian titrasilah dengan larutan 0,1 N NaOH yang telah distandarkan sampai warna merah jambu tercapai dan tidak hilang selama 10 detik.
- Persen lemak bebas dinyatakan sebagai oleat pada kebanyakan minyak dan lemak. Untuk minyak kelapa dan inti kelapa sawit dinyatakan sebagai palmitat.
- Asam lemak bebas dinyatakan sebagai %FFA atau angka asam.
17 gram contoh.
III. PROTEIN
3.1 Penentuan kadar protein (metode Lowry)
Tujuan : Menghitung kandungan protein dalam contoh menggunakan metode Lowry Bahan : - Contoh protein: tempe, tahu, telur, susu, dll.
- Reagen pembentuk kompleks: Siapkan segera sebelum digunakan campuran dari ketiga larutan-larutan berikut dengan perbandingan 100:1:1
Larutan A: 2%b/v Na2CO3 dalam akuades
Larutan B: 1%b/v CuSO4.5H2O dalam akuades
Larutan C: 2%b/v Kalium Natrium tartrat dalam akuades - Reagen Folin-Ciocalteu 1N
- Larutan Standar: Gunakan larutan stok standard protein (misalnya albumin) yang mengandung 0,25 mg/mL protein dalam akuades.
Alat : lumpang, Erlenmeyer 250 ml, labu ukur 100 ml, tabung sentrifuse, sentrifuse, tabung reaksi, spektrofotemeter
Prosedur : a. Persiapan contoh
- Contoh harus berupa cairan, bila berbentuk padatan harus dihancurkan terlebih dahulu.
- Timbang sebanyak 5 g contoh protein, hancurkan dan tambahkan air 10 ml, saring. Cuci endapan dalam saringan dengan air 10 ml.
- Filtrat yang diperoleh disentrifuse selama 10 menit dengan kecepatan 1500 rpm sehingga diperoleh supernatant.
- Supernatant dimasukkan ke dalam labu ukur 100 ml, tambahkan air sampai tanda tera dan kocok.
- Perhatikan factor pengenceran!
b. Pembuatan larutan standar:
- Siapkan 7 buah tabung reaksi, masukan larutan standar protein : 0 (blanko), 0,1; 0,2; 0,4; 0,6; 0,8; 1,0 ml. Tambahkan aquades sampai volume total masing-masing 4 ml.
- Tambahkan 5 mL reagen pembentuk kompleks. Biarkan larutan selama 10 menit pada suhu kamar.
- Tambahkan 0.5 mL reagen Folin-Ciocalteu, homogenkan dengan vortex, biarkan selama 30-60 menit (jangan sampai lebih dari 60 menit) sampai warna biru terbentuk.
- Baca absorbansi pada 650 nm, dan buatlah kurva standar.
c. Penetapan contoh
- Masukkan sebanyak 1,0 ml contoh protein, kemudian tambahkan aquades sampai volume 4 ml.
18 selama 10 menit pada suhu kamar.
- Tambahkan 0.5 mL reagen Folin-Ciocalteu, homogenkan dengan vortex, biarkan selama 30-60 menit (jangan sampai lebih dari 60 menit) sampai warna biru terbentuk.
- Baca absorbansi pada 650 nm, dan hitung kadar protein berdasarkan kurva standar.
3.2 Penentuan Kadar Protein (Metode Biuret)
Tujuan : Menentkan kadar protein suatu larutan
Alat : Tabung reaksi, pipet 1 ml dan 10 ml, sentrifuge, spektrofotometer, blender Bahan : Pereaksi Biuret, larutan protein standar (bovine serum albumin) konsentrasi
5 mg/ml.
Pereaksi Biuret: 3 g CuSO4.5H2O + 9 g Na-K-tartrat dilarutkan dalam 500
ml NaOH 0,2N. Tambahkan 5 g KI kemudian encerkan sampai 1000 ml dengan menggunakan NaOH 0,2N.
Prosedur : a. Pembuatan Kurva Standar
- Masukkan ke dalam tabung reaksi 0,0 (blanko); 0,1; 0,2; 0,4; 0,6; 0,8; dan 1,0 ml larutan protein standar. Tambahkan aquades sampai volume total masing-masing 4 ml.
- Tambah 6 ml pereaksi Biuret ke dalam masing-masing tabung reaksi, campurkan merata.
- Simpan tabung reaksi pada suhu 37oC selama 10 menit atau pada suhu kamar selama 30 menit sampai terbentuk warna ungu sempurna.
- Masukkan larutan ke dalam kuvet dan ukur absorbansinya pada 520 nm.
- Buat kurna hubungan antara absorbans dengan mg protein.
b. Persiapan contoh: dilakukan sama seperti persiapan contoh protein
pada metode sebelumnya.
c. Penetapan contoh:
- Masukkan sebanyak 1,0 ml contoh protein, kemudian tambahkan aquades sampai volume 4 ml.
- Tambahkan 6 mL pereaksi Biuret, campur merata. - Biarkan larutan selama 30 menit pada suhu kamar.
- Baca absorbansi pada 520 nm, dan hitung kadar protein berdasarkan kurva standar.
19
MODUL 3
PENGENALAN KARAKTERISTIK ION DI DALAM TANAH
3.1 Tujuan
Mengenal sifat kualitatif dan reaksi-reaksi anion dan kation yang umum terdapat di dalam larutan tanah.
3.2 Bahan dan alat
Bahan yang dibutuhkan adalah larutan Na2CO3, Ca(OH)2, Ba(OH)2, HCl encer,
Na2SO4, BaCl2, NaCl, AgNO3,NH4OH, Pb asetat, NaNO3, FeSO4, H2SO4 pekat, H2SO4
encer, Na2HPO4, NH4Cl, MgCl2, Amonium molibdat, HNO3 pekat, ZnSO4, NaOH, FeCl3,
MnSO4, PbO2, KCl, Amonium sulfat, lakmus merah, CaCl2, Amonium karbonat, Na
oksalat. Alat-alat yang digunakan tabung reaksi, penjepit tabung, lampu spirtus, alat penangas, dan kawat NiCr.
3.3 Prosedur kerja 3.3.1 Reaksi-reaksi anion
(Catatan: volume larutan yang digunakan sebanyak 1 ml) a. HCO3-/CO32- : Dengan Ca(OH)2
Pada larutan natrium karbonat ditambahkan air kapur, kemudian asamkan dengan asam klorida encer. Amati apa yang terjadi sebelum dan sesudah diasamkan.
Dengan Ba(OH)2
Pada larutan natrium karbonat tambahkan asam klorida encer kemudian gas yang ditampung dengan air barit, amati endapan yang terjadi pada air barit tersebut.
b. SO42- : Dengan larutan BaCl2
Pada larutan natrium sulfat ditambahkan larutan barium klorida. Kemudian diasamkan dengan asam klorida encer. Amati apa yang terjadi sebelum dan sesudah diasamkan.
c. Cl- : Dengan larutan AgNO3
Pada larutan natrium klorida ditambahkan 3 tetes larutan perak nitrat. Kemudian ditambahkan larutan ammonia dan kocoklah campuran tersebut. Amati apa yang terjadi sebelum dan sesudah penambahan ammonia.
Dengan Pb asetat
Pada larutan natrium klorida ditambahkan larutan timbal asetat. Panaskan campuran tersebut kemudian didinginkan. Amati apa yang terjadi sebelum dan sesudah dipanaskan dan didinginkan kembali.
20 d. NO3- : Dengan FeSO4 dan H2SO4 pekat
Pada larutan natrium nitrat ditambahkan larutan ferro sulfat. Miringkan tabung reaksi kira-kira 45° melalui dinding tabung, alirkan dengan hati-hati asam sulfat pekat sehingga terbentuk dua lapisan. Amati batas antara kedua lapisan tersebut.
e. PO43- : Dengan NH4Cl dan MgCl2
Pada larutan garam fosfat ditambahkan larutan ammonium klorida dan larutan magnesium klorida, amati apa yang terjadi.
Dengan larutan Amonium Molibdat
Pada larutan garam fosfat ditambahkan larutan ammonium molibdat dan asam nitrat pekat. Panaskan campuran tersebut selama beberapa menit.
3.3.2 Reaksi-reaksi kation
a. Zn2+ : Dengan asam
Isi dua buah tabung reaksi masing-masing dengan asam sulfat encer dan asam asetat encer. Masukan ke dalam tiap-tiap tabung sepotong logam seng. Bandingkan reaksi yang terjadi dari kedua tabung tersebut.
Dengan NaOH
Pada larutan seng sulfat tambahkan 2-3 tetes larutan natrium hidroksida. Kemudian ditambah lagi natrium hidroksida sampai berlebihan dan kocoklah campuran tersebut.
Dengan NH4OH
Pada larutan seng sulfat tambahkan 2-3 tetes larutan ammonia. Kemudian ditambah lagi sampai berlebihan dan kemudian kocoklah campuran tersebut. (Jelaskan perbedaan dengan reaksi dengan natrium hidroksida).
b. Al3+ : Dengan NaOH
Pada larutan alumunium klorida tambahkan natrium hidroksida sebanyak 2-3 tetes. Kemudian tambahkan lagi sampai berlebihan.
Dengan NH4OH
Pada larutan alumunium klorida tambahkan 2-3 tetes larutan ammonia. Kemudian tambah lagi sampai berlebihan. Bandingkan reaksi NH4OH dengan NaOH.
c. Fe2+ dan Fe3+ : Dengan NaOH atau NH4OH
Isilah dua buah tabung reaksi masing-masing dengan larutan fero sulfat dan ferriklorida, tambahkan pada masing-masing tabung 2-3 tetes natrium hidroksida atau amonia kemudian bandingkan.
21
d. Mn2+ : Dengan NaOH
Pada larutan mangan sulfat tambahkan 2-3 tetes larutan natrium hidroksida kemudian biarkan selama beberapa menit.
Dengan PbO2 dan HNO3 pekat
Pada larutan mangan sulfat tambahkan asam nitrat pekat dan timbal oksida kemudian panaskan campuran tersebut. Perhatikan warna ungu (violet) yang terjadi.
e. Mg2+ : Dengan Na2HPO4 dan NH4OH
Pada larutan magnesium sulfat ditambahkan garam fosfat dan ammonia sampai bereaksi basa. Panaskan campuran tersebut di atas api kecil dan amati apa yang terjadi.
f. Na+ : Dengan reaksi nyala
Bersikan kawat NiCr dengan cara mencelupkan ke dalam larutan pekat kemudian membakarnya dengan nyata pembakar, ulang pekerjaan ini berulang-ulang sampai nyalanya tak berwarna (nyata pembakar). Kemudian celupkan kedalam larutan natrium klorida kemudian bakar seperti di atas, perhatikan nyala yang timbul.
g. K+ : Dengan reaksi nyala
Lakukan seperti pemeriksaan Na+ dengan reaksi nyata. h. NH4+ : Dengan larutan basa
Pada larutan ammonium klorida atau ammonium sulfat tambahkan larutan natrium hidroksida, panaskan, uap yang keluar ditampung dengan kertas lakmus merah basah, perhatikan warna kertas lakmus.
i. Ca2+ : Dengan larutan karbonat
Pada larutan kalsium klorida tambahkan ½ ml larutan ammonium karbonat, kocok. Amati apa yang terjadi. Kemudian asamkan dengan asam klorida encer, kocok, amati apa yang terjadi.
Dengan larutan oksalat
Pada larutan kalsium klorida tambahkan ½ ml larutan natrium oksalat atau ammonium oksalat, kocok, amati apa yang terjadi. Kemudian asamkan dengan asam klorida encer, kocok, amati apa yang terjadi.
22
MODUL 4
ANALISIS SIFAT KIMIA TANAH (pH TANAH)
4.1 Persiapan contoh tanah
Tujuan : Mempersiapkan contoh tanah dengan baik untuk selanjutnya dilakukan analisis sifat kimianya agar menghasilkan data yang cukup akurat.
Bahan : Contoh tanah yang diambil dari lapangan dengan lokasi dan kedalaman tertentu.
Alat : tampah, mortar dan lumpang porselen, ayakan halus, botol bersih, kertas koran, oven
Prosedur : a. Contoh disebarkan di atas tampah yang dialasi kertas koran, akar-akar atau sisa tanaman segar, kerikil, dan kotoran lain dibuang, bongkahan besar dikecilkan dengan tangan, dan kering anginkan atau dimasukkan ke dalam oven dengan suhu 40oC.
b. Contoh tanah ditumbuk pada lumpang porselen dan diayak dengan ayakan dengan ukuran lubang sesuai kebutuhan (<2 mm atau < 0,5 mm). c. Simpan contoh yang akan dianalisis pada botol bersih atau plastic dan
kemudian diberi label (lokasi dan kedalaman tanah).
4.2 Penetapan kadar air kering mutlak
Tujuan : Untuk menentukan kadar air kering mutlak contoh tanah. Bahan : contoh tanah yang akan diukur kadar airnya.
Alat : cawan porselen, penjepit, oven, eksikator, dan neraca analitik.
Prosedur : a. Timbang 5 g contoh tanah kering udara dalam cawan porselen kering yang sudah diketahui bobotnya.
b. Keringkan dalam oven pada suhu 105oC selama 3 jam.
c. Angkat cawan dengan penjepit dan masukkan ke dalam eksikator. d. Setelah contoh dingin kemudian timbang. Bobot yang hilang adalah
bobot air.
e. Kadar Air (%) = (kehilangan bobot / bobot contoh) x 100% Faktor koreksi kadar air (fk) = 100 / (100 – kadar air)
4.3 Penetapan pH tanah
Tujuan : Untuk mengetahui nilai pH H2O dan pH KCl contoh tanah di laboratorium
dibandingkan dengan pH tanah di lapangan.
Dasar : Nilai pH menunjukkan konsentrasi ion H+ dalam larutan tanah, yang dinyatakan sebagai –log[H+]. Peningkatan konsentrasi H+ menaikkan potensial larutan yang diukur oleh alat dan dikonversi dalam skala pH. Konsentrasi H+ yang diekstrak dengan air menyatakan keasaman aktif (aktual) sedangkan pengekstrak KCl 1 N menyatakan kemasaman cadangan (potensial).
23 Bahan : air bebas ion, larutan buffer pH 7,0 dan pH 4,0 KCl 1 M.
Alat : neraca analitik, botol kocok/erlenmeyer 100 ml, gelas ukur 25 ml, shake inkubator, pH meter, soil pH tester.
Prosedur : a. Di laboratorium
Contoh tanah ditimbang 5 g sebanyak dua kali, masing-masing dimasukkan ke dalam labu Erlenmeyer 100 ml. Tambahkan 25 ml air bebas ion ke dalam erlenmeyer yang satu (pH H2O) dan 25 ml KCl 1 M
ke dalam erlenmeyer lainnya (pH KCl). Kocok dengan shake inkubator selama 15 menit pada kecepatan 200 rpm. Suspensi tanah diukur dengan pH meter yang telah dikalibrasi menggunakan larutan buffer pH 7,0 dan pH 4,0. Hitung nilai pH H2O dan pH KCl contoh tanah.
b. Di lapangan
Atur jarum penunjuk soil pH tester pada pH 7. Bila tanah yang akan diukur pH-nya dalam keadaan kering maka harus dibasahi terlebih dahulu dengan air. Tancapkan bagian runcing dari pH tester ke dalam tanah yang akan diukur pH-nya sedalam 15-20 cm, biarkan selama 3 menit sampai jarum penunjuk bergerak ke arah nilai pH terukur dan catat angkanya. Ulangi pada tempat yang berbeda hingga diperoleh tiga angka pengukuran untuk mendapatkan nilai pH rata-rata. Sebelum digunakan di tempat yang lain, maka elektroda pH tester harus dibersihkan terlebih dahulu dengan air.
4.4 Penetapan kebutuhan kapur
Tujuan : Untuk menghitung kebutuhan kapur (CaCO3) yang harus ditambahkan ke
dalam tanah untuk mencapai pH tanah yang diinginkan.
Dasar : Jumlah kapur yang diperlukan untuk meningkatkan pH suatu tanah masam ke pH yang diinginkan ditetapkan berdasarkan kurva hubungan penambahan larutan basa dengan pH tanah yang dicapai. Jumlah basa yang digunakan setara dengan kebutuhan kapur yang nilainya dikonversi ke dalam satuan bobot CaCO3 per ha.
Bahan : NaOH 0,02 N (larutan ini ditetapkan dengan HCl 0,02 N setiap kali dipakai), HCl 0,02 N, larutan buffer pH 7,0 dan pH 4,0.
Alat : neraca analitik, erlenmeyer 100 ml, pipet volumetric, labu ukur 25 ml, pH meter, buret.
Prosedur : a. Timbang 10 g tanah untuk setiap tingkat penambahan basa dan masing-masing dimasukkan ke dalam erlenmeyer 100 ml.
b. Tambahkan dengan pipet larutan NaOH 0,02 N masing-masing sebanyak 0; 2; 4; 6; 8 dan 10 ml dan air bebas ion sehingga jumlah setiap larutan menjadi 25 ml (air ditambahkan terlebih dahulu sebelum larutan NaOH 0,02 N). Penambahan NaOH ini menghasilkan deret penambahan basa 0; 0,04; 0,08; 0,12; 0,16 dan 0,20 me (mili
24 c. Kocok dengan shake inkubator selama 15 menit pada kecepatan 200 rpm. dan ukur pH suspensi dengan alat pH meter yang telah dikalibrasi menggunakan larutan buffer pH 7,0 dan 4,0.
d. Buat kurva hubungan me NaOH yang diperlukan dengan pH tanah yang dihasilkan atau gunakan persamaan regresi. Dapatkan me NaOH yang menghasilkan pH yang dikehendaki dan hitung kebutuhan kapurnya.
Cara menghitung kebutuhan kapur:
Kebutuhan kapur (CaCO3 ku/ha) = (me NaOH x 50) x 10-8 x (1,5 x 108) x fk
= me NaOH x 750 x fk
Keterangan:
50 = Mr/2 CaCO3 (Mr CaCO3 = 100; me NaOH setara me CaCO3 = 100/2 = 50 mg)
10-8 = konversi mg ke kuintal CaCO3 (100 kg x 1.000.000 mg = 100.000.000 mg)
1,5 x 108 = konversi g contoh ke ha
(15 cm x 10.000 cm x 10.000 cm = 1.500.000.000 cm3 = 15/10 x 108) Faktor koreksi kadar air (fk) = 100 / (100 – % kadar air)
Catatan:
25
MODUL 5
PENETAPAN C-ORGANIK TANAH DAN PUPUK ORGANIK
(Metode Walkley & Black)
5.1 Persiapan contoh pupuk organik
Tujuan : Mempersiapkan contoh pupuk organik untuk selanjutnya dilakukan analisis sifat kimianya agar menghasilkan data yang cukup akurat.
Bahan : pupuk organik yang berupa pupuk kandang, kompos, bokashi, maupun jenis pupuk organik lainnya yang sudah matang dan dikeringanginkan.
Alat : tampah, mortar dan lumpang, ayakan, botol bersih.
Prosedur : a. Contoh disebarkan di atas tampah atau lantai untuk dikeringkan.
b. Contoh pupuk yang kasar ditumbuk pada lumpang porselen atau mesin giling dan diayak dengan ayakan dengan ukuran lubang <2 mm.
c. Simpan contoh pupuk organic yang akan dianalisis pada botol bersih atau plastik dan kemudian diberi label.
5.2 Penetapan kadar air kering mutlak
Tujuan : Untuk menentukan kadar air kering mutlak contoh pupuk organik. Bahan : contoh pupuk organik yang akan diukur kadar airnya.
Alat : cawan porselen, penjepit, oven, desikator, dan neraca analitik.
Prosedur : a. Timbang 5 g contoh pupuk kering angin dalam cawan porselen kering yang sudah diketahui bobotnya.
b. Keringkan dalam oven pada suhu 105oC selama 3 jam.
c. Angkat cawan dengan penjepit dan masukkan ke dalam desikator. d. Setelah contoh dingin kemudian timbang. Bobot yang hilang adalah
bobot air.
e. Kadar Air (%) = (kehilangan bobot / bobot contoh) x 100% Faktor koreksi kadar air (fk) = 100 / (100 – kadar air)
5.3 Penetapan kadar C-organik dan kadar bahan organic tanah dan pupuk organik
Tujuan : Untuk mengetahui kandungan C-organik dan bahan organik yang terdapat pada contoh tanah dan pupuk organik.
Dasar : Karbon sebagai senyawa organik akan mereduksi Cr6+ yang berwarna jingga menjadi Cr3+ yang berwarna hijau dalam suasana asam. Kelebihan ion dikromat dititrasi dengan ion ferro.
Bahan : contoh tanah, contoh pupuk organik, asam sulfat pekat, kalium dikromat (K2Cr2O7) 1 N, FeSO4 0,5 N atau Fe(NH4)2(SO4)2.6H2O 0,5 N, H3PO4 85%,
NaF, indikator difenilamin 1%.
Alat : buret, erlenmeyer 250 ml, dan pipet volume 10 ml dan 25 ml.
Prosedur : a. Timbang 0,5 g contoh tanah halus, dimasukkan ke dalam Erlenmeyer 250 ml, tambahkan 10 ml K2Cr2O7 1 N, lalu dikocok.
26 b. Erlenmeyer dimiringkan, kemudian tambahkan 7,5 ml H2SO4 pekat
melalui dinding erlenmeyer, digoyangkan dengan hati-hati dengan cara diputar pada alas selama 1 menit (agar butiran tanah tidak menempel pada dinding labu), lalu diamkan selama 30 menit.
c. Diencerkan dengan air bebas ion sampai volume 200 ml, tambahkan 10 ml asam fosfat, 0,2 g natrium florida, dan 30 tetes indikator difenilamin. d. Dengan cara yang sama lakukan juga persiapan blanko.
e. Kemudian titrasi larutan contoh dan larutan blanko dengan larutan ferro sulfat atau ferro amonium sulfat 0,5 N sampai warna larutan berubah dari hijau kusam menjadi biru keruh. Titrasi dilanjutkan tetes demi tetes sampai warna larutan menjadi hijau terang.
f. Perhitungan:
( ) ( ) Kadar bahan organik = 100/58 x % C-organik
Keterangan:
N = normalitas ferro sulfat atau ferro ammonium sulfat fk = faktor koreksi kadar air = 100/(100 – % kadar air) 100 /58 adalah faktor Van Bemmelen
g. Dengan cara yang sama dilakukan pengukuran kadar C-organik dan
bahan organik yang terdapat di dalam contoh pupuk organik, dengan cara mengulangi langkah dari awal dan mengganti 0.5g contoh tanah halus menjadi 0.1g contoh pupuk organik.
