УДК 5.8.1.1
МОЛИБДОФЕРМЕНТЫ И ИХ БИОЛОГИЧЕСКАЯ РОЛЬ В РАСТЕНИЯХ Бабенко О.Н.
Евразийский национальный университет им. Л.Н. Гумилева, г. Астана, Казахстан, [email protected]
Научный руководитель – к.б.н., доцент кафедры биотехнологии и микробиологии, заведующий лаборатории клеточной биологии Аликулов З.А.
Зарубежный консультант – д.б.н., профессор Ласло Эрдей (г. Сегед, Венгрия) В настоящее время известно более 50 молибденсодержащих ферментов и их число все еще увеличивается [1-3]. Список этих ферментов включает в себя гидроксилазы, оксидоредуктазы и дегидрогеназы, которые катализируют различные ключевые биохимические реакции превращения метаболитов в организме. В растениях молибдоферменты играют главную роль в ассимиляции азота (нитратредуктаза и нитрогеназа), окислении альдегидов и сульфитов (альдегидоксидаза и сульфитоксидаза), в метаболизме пуринов и других N-гетероциклических соединений (ксантиндегидрогеназа и др.) [4]. Большинство молибдоферментов имеет бактериальное происхождение, и только ограниченное их число присутствует в эукариотах [1,3], где они подразделяются на два семейства: семейство ксантиноксидаз включает ксантиндегидрогеназу, альдегидоксидазу и никотингидроксилазу; семейство сульфитоксидаз - сульфитоксидазу и нитратредуктазу.
Все молибдоферменты, за исключением нитрогеназы, содержат молибденовый кофактор (Moco) [4,5], и в основе их деления на семейства лежит координация химических связей молибдена в активном сайте, т.е. структура молибденового кофактора [6].
Из перечисленных выше ферментов остановимся на четырех наиболее важных для растений молибденсодержащих ферментах – нитратредуктазе, ксантиндегидрогеназе, альдегидоксидазе и сульфитоксидазе.
Нитратредуктаза (NR, EC 1.7.1.1) – один из наиболее известных ключевых молибдоферментов. Она представляет собой гомодимерный фермент, каждая субъединица которого состоит из трех доменов, ковалентно связанных с кофакторами – FAD, цитохром b557 и Moco [7]. Ее активность определяет скорость ассимиляции неорганического азота растением и оказывает значительное влияние на весь азотный метаболизм, так как NR катализирует первый этап ассимиляции нитратов, превращая в цитозоле нитраты в нитриты [1, 4]. В отличие от реакций, катализируемых XDH, AO и SO, процесс редукции нитрата потребляет, а не производит электроны, происходящие или из NADH, или из NADPH.
NR является субстратиндуцибельным ферментом. В отсутствие нитрата еѐ активность поддерживается на крайне низком стационарном уровне [8-10]. Активность NR индуцируется также освещенностью [9] и сигналами гормональной природы, прежде всего цитокининами [11-13]. У разных видов растений активность NR в корнях и побеге сильно варьирует [14,15]. Так, у злаковых растений ⅔ нитратов ассимилируется в надземных органах и только ⅓ - восстанавливается в корнях [16]. Любое изменение внешних условий отражается на показателях NR. Во многом это определяется еѐ чрезвычайной лабильностью. Особенно сильно активность NR подавляется в условиях экстремальных температур, жесткого водного дефицита, засоления и ряда факторов антропогенного происхождения. Предполагается, что падение активности NR в ответ на то или иное повреждающее действие является адаптивной реакцией растений, направленной на экономию энергетических и структурных ресурсов, а также на предотвращение возможного «аммиачного отравления» [17]. Механизмы «отключения»
процесса ассимиляции неорганического азота при стрессе в настоящее время изучены недостаточно. Еще меньше исследованы механизмы регуляции экспрессии генов NR в стрессовых условиях [18-21]. Поэтому в настоящее время в значительной степени остается
открытым вопрос о механизмах регуляции экспрессии генов NR у растений, особенно в условиях стресса.
Ксантиндегидрогеназа (XDH, EC 1.17.1.4) катализирует окислительное гидроксилирование широкого диапазона альдегидов и ароматических гетероциклов [1], но известна, прежде всего, как ключевой фермент деградации пуринов, окисляющий гипоксантин в ксантин и далее в мочевую кислоту и уреиды (аллантоин и аллантоиновую кислоту). Она не является строго специфичной к гипоксантину и ксантину и может катализировать окисление около тридцати алифатических и ароматических альдегидов [22]. Этот фермент участвует в катаболизме пуринов (образование NADH из NAD+), образующихся при фиксации атмосферного азота бобовыми растениями [23]. Однако XDH синтезируется не только в листьях бобовых, но и во всех органах не бобовых растений [24], в связи с этим ее основная биологическая роль до сих пор остается не до конца выясненной.
Субклеточная локализация XDH в растительной клетке также все еще является объектом дебатов. Согласно одним источникам [25] XDH локализуется в пероксисомах, согласно другим – в цитозоле [26], а третьим (более современным) – и в цитозоле, и в пероксисомах [27]. XDH имеет гомодимерную структуру, состоящую из двух идентичных подъединиц. Причем при разделении фермента на мономеры обнаруживается, что каждый из них в отдельности обладает каталитической активностью [1,3]. Молибденовый кофактор XDH связан двумя s-связями с FAD, двумя - с 6-замещѐнным птерином, протонированным в положении 7, и одной - с серой цистеина.
В настоящее время XDH активно рассматривается не только как фермент, разлагающий пурины, но также имеющий дополнительные физиологические функции в метаболизме активных форм кислорода [28]. Так, активность XDH и одновременное продуцирование активных форм кислорода наблюдались при взаимодействии «растение- патоген» [29], сверхчувствительном ответе [30] и засухе [28]. Связано это исключительно с активностью XDH или является косвенным последствием различных ферментативных путей, включая XDH, остается до сих пор не ясным.
Альдегидоксидаза (АО, EC 1.2.3.14) – молибдо-железо-флавофермент, который катализирует окисление множества ароматических и неароматических альдегидов в соответствующие карбоксильные кислоты [1]. Данный фермент вовлечен в путь биосинтеза абсцизовой и индолилуксуной кислот в растениях [31]. Лучший субстрат для неѐ - абсцизовый альдегид, но АО также действует с индол-3-альдегидом, 1- нафтальдегидом и бензальдегидом как субстратами, но более медленно. Ранее считалось, что АО неспособна связать NAD+ и исключительно использует в качестве акцептора электронов молекулярный кислород, после передачи электронов которому она производит перекись водорода [28]. Однако в настоящее время было показано стимулирование добавлением NAD+ активности белка AO (AAO4) [32]. Предполагают, что эта недавно идентифицированная изоформа AO из Arabidopsis siliques представляет собой промежуточный тип между «истинными» белками AO и белками XDH.
В геноме Arabidopsis имеются четыре гена AO (AAO1 - AAO4), продукты которых формируя гомо- и гетеродимеры, приводят к изменению субстратных специфик соответствующих изоферментов. Так, в 6-дневных проростках генные продукты AAO1 и AAO2 формируют изоферменты AO, способные к производству индолилуксусной кислоты (IAA) [33]. Известно, что IAA принадлежит семье ауксинподобных фитогормонов, это дает возможность предположить определенную физиологическую роль AO в биосинтезе ауксина во время ранних стадий развития растений. В розетках листьях белки AAO1 заменяются белками AAO3 [34-36], также называемыми AOδ, которые характеризуются высоким предпочтением к абсцизовому альдегиду [36] - окончательному предшественнику абсцизовой кислоты (АВА), которая вовлечена во многие процессы роста и развития растений, включая созревание семени, состояние покоя, старение листа, а так же адаптацию ко множеству экологических стрессов [37,38].
Сульфитоксидаза (SO, EC 1.8.3.1), находясь в митохондриях, участвует в метаболизме серосодержащих аминокислот – цистеина и метионина – и катализирует окисление сульфита в сульфат. Как XDH и AO, SO освобождает электроны во время окисления и впоследствии передает их молекулярному кислороду с одновременным формированием перекиси водорода [39]. Ранее предполагалось, что SO в растительной и животной клетках локализуется в межмембранном пространстве митохондрий [40].
Однако Новак К. с соавторами [41] было продемонстрировано, что SO у растений постоянно находится в пероксисомальном матриксе, что, в свою очередь, с физиологической точки зрения кажется разумным, поскольку лишняя перекись водорода, произведенная во время окисления сульфита, может легко быть устранена каталазой.
Физиологическая роль SO у растений была выяснена сравнительно недавно. Так Бричкова Г. [42] и Ланг Ц. [43] с соавторами обнаружили, что по сравнению с дикими растениями, растения дефектные по SO более восприимчивы к высоким концентрациям сульфита, в то время как, растения с повышенным продуцированием SO более терпимы к лишнему сульфиту. Согласно своим результатам они предположили, что SO является ключевым ферментом для защиты растений от лишнего сульфита.
Хотя рассмотренные выше ферменты были предметом многих биохимических и спектроскопических исследований, до сих пор немного известно об их структурно- функциональных взаимоотношениях.
Список использованной литературы:
1. Bittner F. and Mendel R-R. Cell biology of molybdenum.//Cell Biology of Metals and Nutrients, Plant Cell Monographs 17, 2010. - P. 119-143.
2. Mendel R-R. Cell biology of molybdenum.//Biofactors, #35 (5), 2009. - P. 429-434.
3. Mendel R-R. Cell biology of molybdenum in plants.//Plant Cell Rep., #30 (10), 2011. - P.
1787-1797.
4. Meyer Ch. et al. Identification by mutational analysis of four critical residues in the molybdenum cofactor domain of eukaryotic nitrate reductase.//FEBS Letters 370, 1995. - P.
197-202.
5. Кильдибеков Н.А. Молибденовый кофактор: структура, свойства, разнообразие форм в клетке.//Автореф. диссерт. на соиск. уч. ст. канд. биол. наук. - М.: РАН, институт биохимии им. А.Н. Баха, 1996. - 44 с.
6. Gunter S. et al. Molybdenum cofactors, enzymes and pathways. //Nature, V. 460 (13), 2009.
- Р. 839-847.
7. Ботаника. Том 2. Физиология растений. / П. Зитте и др.; пер. с нем. О.В. Артемьевой и др. – М.: Изд. центр «Академия», 2008. - С. 58, 155-156.
8. Rajasekhar V.K., Oelmuller R. Regulation of induction of nitrate and nitrite reductase in higher plants.//Physiol.Plantarum., V. 71, 1987. - P. 517.
9. Callaci J.J., Smarrelli J.J. Regulation of the inducible nitrate reductase isoform from soybeans.//Biochim. Biophys. Acta., V.1088, 1991. - P. 127-130.
10. Гиясов Г.Д. и др. Функционирование нитратредуктазы в прорастающих семенах хлопчатника: влияние света и доступности субстрата./ Физиология растений, т. 39, вып. 4, 1992. - C. 807-813.
11. Campbell W.H. Nitrate reductase structure, function and regulation: Bridging the gap between biochemistry and physiology.//Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., V. 50, 1999. - P. 277-303.
12. Deruure Y., Kieber J. Molecular mechanisms of cytokinin signaling.//Growth Regul., V. 21, 2002. - P. 32-39.
13. Sakakibara H. Nitrate-specific and cytokinin-mediated nitrogen signaling pathways in plants.
//Plant Res., V. l 16, 2003. - P. 253-257.
14. Ежерепов А.Е. и др. Изменение активности нитратредуктазы в процессе формирования зерна пшеницы.//Ферменты и качество зерна, 1987. - С. 154-157.
15. Пешкова А.А., Хавкин Э.Е. Активность нитратредуктазы и ассимиляция нитратов в связи со скоростью роста проростков кукурузы.//Физиология растений, т. 27, вып. 5, 1980. - С. 1032-1038.
16. Пешкова А.А. Формирование нитратвосстанавливающей системы в органах проростков озимой и яровой пшеницы. //Физиология растений, т. 39, вып.1, 1999. - С.
111-117.
17. Рагулин В.В. Регуляция экспрессии генов нитратредуктазы в зародышах куколя.//
Автореф. диссерт. на соиск. уч. ст. канд. биол. наук. - М.: РАН, 2005. - 46 с.
18. Rizhsky L., Liang H., Mittler R. The combined effect of drought stress and heat shock on gene expression in tobacco.//Plant Physiol., V. 130, 2002. - P. 1143-1151.
19. Маевская С.Н. и др. Влияние повышенных температур на восстановление нитрата и нитрита в листьях и интактных хлоропластах.//Физиология растений, т. 50., 2003. - С.
675-679.
20. Морозкина Е.В. Влияние факторов стресса на свойства нитратредуктаз микроорганизмов. //Автореф. диссерт. на соиск. уч. ст. кандидата биол. наук. - М.:
РАН, институт биохимии им. А.Н. Баха, 2005. - 22 с.
21. Shamsul Hayat et al. Growth, nitrate reductase activity and antioxidant system in cadmium stressed tomato (Lycopersicon esculentum Mill.) cultivars.//Biotechnologie, Agronomie, Société et Environnement, V. 15, numéro 3, 2011 - Р. 401-414.
22. Мецлер Д. Биохимия: химические реакции в живой клетке.Т.2. - М.: Мир, 1976. - 531 с.
23. Nguyen J. Plant xanthine dehydrogenase: its distribution, properties and function.//Physiol.
Vegetab., 24 (2), 1986. - P. 263-281.
24. Montalbini P. Ureides and enzymes of ureide synthesis in wheat seeds and leaves and effect of allopurinol on Puccinia recondita f. sp. tritici infection.//Plant Sci., #87, 1992. - Р. 225- 231.
25. Sandalio L.M. et al. Superoxide free radicals are produced in glyoxysomes.//Plant Physiology., #127, 1988. - P. 1-4.
26. Datta D.B. et al. Localization of xanthine dehydrogenase in cowpea root nodules:
implications for the interaction between cellular compartments during ureide biogenesis.//
Proc. Natl. Acad. Sci. USA., #8, 1991. - P. 4700-4702.
27. Corpas F.J. et al. Peroxisomal xanthine oxidoreductase: characterization of the enzyme from pea (Pisum sativum L.) leaves.//Plant Physiology., #165, 2008. - P. 1319-1330.
28. Yesbergenova Z. et al. The plant Mo-hydroxylases aldehyde oxidase and xanthine dehydrogenase have distinct reactive oxygen species signatures and are induced by drought and abscisic acid.//Plant., #42, 2005. - P. 862-876.
29. Montalbini P. Inhibition of hypersensitive response by allopurinol applied to the host in the incompatidle relationship between Phaseolus vulgaris and Uromyces phaseoli.
//Phytopathology, #134, 1992. -P. 218-228.
30. Montalbini P., Della Torre G. Evidence of a two-fold mechanism responsible for the inhibition by allopurinol of the hypersensitive response induced in tobacco by tobacco necrosis virus.//Phys. Mol. Plant Pathol., #48, 1996. - P. 273-287.
31. Oritani T. and Yamashita K. Biosynthesis of (+)abscisic acid in Cercospora cruenta.// Ag.
Biol.Chem., #49, 1985. - Р. 245-249.
32. Ibdah M. et al. An aldehyde oxidase in developing seeds of Arabidopsis converts benzaldehyde to benzoic acid.//Plant Physiol., #150, 2009. - P. 416-423.
33. Akaba S. et al. Production of homo- and hetero-dimeric isozymes from two aldehyde oxidase genes of Arabidopsis thaliana.//Biochem., #126, 1999. - P. 395-401.
34. Koiwai H. et al. Tissue-specific localization of an abscisic acid biosynthetic enzyme, AAO3, in Arabidopsis.//Plant Physiol., #134, 2004. - P. 1697-1707.
35. Seo M. et al. Abscisic aldehyde oxidase in leaves of Arabidopsis thaliana.//Plant, #23, 2000.
- P. 481-488.
36. Seo M. et al. The Arabidopsis aldehyde oxidase 3 (AAO3) gene product catalyzes the final step in abscisic acid biosynthesis in leaves.//Proc. Natl. Acad. Sci. USA, #97, 2000. - P. - 12908-12913.
37. Verslues P.E., Zhu J.K. Before and beyond ABA: upstream sensing and internal signals that determine ABA accumulation and response under abiotic stress.//Biochem. Soc. Trans., #33, 2005. - P. 375-379.
38. Mauch-Mani B., Mauch F. The role of abscisic acid in plant-pathogen interactions.//Curr.
Opin. Plant. Biol., #8, 2005. - P. 409-414.
39. Hansch R. et al. Plant sulfite oxidase as novel producer of H2O2: combination of enzyme catalysis with a subsequent nonenzymatic reaction step. //Biol. Chem., #281, 2006. - P. 6884- 6888.
40. Kisker C. et al. Molybdenum-cofactor-containing enzymes: structure and mechanism.//Annu.
Rev. Biochem., #66, 1997. - P. 233-267.
41. Nowak K. et al. Peroxisomal localization of sulfite oxidase separates it from chloroplast- based sulfur assimilation.//Plant Cell Physiol., #45, 2004. - P. 1889-1894.
42. Brychkova G. et al. Sulfite oxidase protects plants against sulfur dioxide toxicity.//Plant, #50, 2007. - P. 696-709.
43. Lang C. et al. Sulfite oxidase as key enzyme for protecting plants against sulfur dioxide.//
Plant Cell Environ., #30, 2007. - P. 447-455.
