5 SIMPULAN DAN SARAN
5.2 Saran
Potensi Penicillium sp. sebagai endosimbion akar pelarut fosfat terhadap Z.
mays dan S. selanica baru dilakukan dalam skala laboratorium, sehingga aplikasi
dilapangan belum diketahui. Oleh sebab itu, perlu dilakukan penelitian serupa dalam skala yang lebih besar di lapangan.
47
DAFTAR PUSTAKA
Ali Khan A, Jilani G, Akhtar MS, Naqvi SMS, Rasheed M. 2009. Phosphorus solubilizing bacteria: Occurance, mechanisms and their role in crop production. J Agric Biol Sci 1(1): 48-58.
Altomare C, Norvell WA, Bjbrkman T, Harman GE. 1999. Solubilization of phosphates micronutrients by the plantgrowth promoting and biocontrol fungus Trichoderma harzianum Rifai 1295-22. Appl Environ Microbiol
65:2926-2933.
Amisnaipa, Susila AD, Situmorang R, Purnomo DW. 2009. Penentuan kebutuhan pupuk kalium untuk budidaya tomat menggunakan irigasi tetes dan mulsa polyethilene. J Agron Indones 37(2):115-122.
Atlas RM, Bartha R. 1998. Mycrobial Ecology Fundamental and Appilcation. Fourth Edition. New York: Benjamin Cumming.
Barker SJ, Tagu D, Delp G. 1998. Regulation of root and fungal morphogenesis in mycorrhizal symbioses. Plant Physiol 116:1201-1207.
Barrow JR, Osuna P. 2002. Phosphorus solubilization and uptake by dark septate fungi in fourwing saltbush, Atriplex canescens (Pursh) nutt. J Arid Environ
51:449-459.
Bhagobaty RK, Joshi SR, Kumar R. 2010. Penicillium verruculosum RS7PF: A root fungal endophyte associated with an ethno-medicinal plant of the indigenous tribes of Eastern India. Afr J Microbiol Res 4(9):766-770.
Brundrett MC, Piché Y, Peterson RL. 1984. A new method for observing the morphology of vesicular-arbuscular mycorrhizae. Can J Bot 62:2128-2134.
Brundrett MC. 2004. Diversity and classification of mychorrhizal associations.
Biol Rev 78:473-495.
Bucher M. 2007. Functional biology of plant phosphate uptake at root and mycorrhiza interfaces. Review. New Phytologist 173:11-26.
Casadeval A, Pirofski LA. 2000. Host-pahogen interaction: Basic concepts of microbial commensalism, colonization, infection and disease. Infect
Immunity 68(12):6511-6518.
Chen YP, Rekha PD, Arun AB, Shen FT, Lai WA, Young CC. 2006. Phosphate solubilizing bacteria from subtropical soil and their tricalcium phosphate solubilizing abilities. Appl Soil Ecol 34:33-41.
48
Chuang C-C, Yu-Lin K, Chao CC, Chao WL. 2006. Solubilization of inorganic phosphates and plant growth promotion by Aspergillus niger. Bio Fertils Soil:140-147.
Fernando AA, Currah RS. 1995. Leptodontidium orchidicola (Mycelium Radicis
Atrovirens complex): aspects of its conidiogenesis and ecology. Mycotaxon
54:287-294.
Gardner RO. 1975. On overview of botanical clearing technique. Stain Technol
50:99-105.
Goldstein AH. 1986. Bacterial solubilization of mineral phosphates: historical perspectives and future prospects. Am J Altern Agric 1:51-57.
Hao X, Cho CM, Racz GJ, Chang C. 2002. Chemical retardation of phosphate diffusion in an acid soil as affecting by liming. Nutr Cycl Agroecsys 64:213-224.
Haselwandter K, Read DJ. 1982. The significance of root fungus association in
two Carex species of high-alpine plant communities. Oecologia 53:352-354.
Holford ICR. 1997. Soil phosphorus: it’s measurement, and its uptake by plant.
Aust J Soil Res 35:227-239.
Imaningsih W. 2010. Potensi cendawan asal serasah tanaman hutan sebagai IAA
(Indole-3-acetic acid) dan sebagai dekomposer [tesis]. Bogor: Program
Pascasarjana, Institut Pertanian Bogor.
Jones JB. 1998. Plant Nutrition Manual. Florida: CRC Press.
Jumpponen A, Mattson KG, Trappe JM. 1998. Mycorrhizal functioning of
Phialocephala fortinii : interactions with soil nitrogen and organic matter.
Mycorrhiza 7: 261-265.
Jumpponen A, Trappe JM. 1998. Dark septate endophytes: a review of facultative biotrophic root colonizing fungi. New Phytol 140:295–310.
Jummponen A. 2001. Dark septate endophytes – are they mycorrhizal.
Mycorrhiza 11:207-211.
Koike N, Hyakumachy M, Kageyama K, Tsuyumu S, Doke N. 2001. Induction of systemic resistance in cucumber againts several diseases by plant growth promoting fungi: lignification and superoxide generation. Europ J Plant
Pathol 107:523-533.
Kormanick PP, McGraw AC. 1982. Quantification of Vesicular-Arbuscular
Mycorrhiza in Plant Roots. St Paulus: The American Phytophatology
49 Kucey RMN. 1987. Increased phosphorus uptake by wheat and field beans
inoculated with a phosphorus-solubilizing Penicillium bilaji strain and with vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. Appl Environ Microbiol
53(12):2699-2703.
Lagopodi AL, Ram AFJ, lamers GEM, Punt PJ, Honder CAMJJ van den , Lugtenberg BJJ, Bloemberg GV. 2002. Novel aspect of tomato root colonization and infection by Fusarium oxysporum f. sp. radicis-lycopersici
revealed by confocal laser scanning microscopic analysis using the green fluorescent protein as a marker. MPMI 15(2):172-197.
Lewinson D, Lewinson E, Bertagnolli CL, Partridge AD. 1994. Blue stain fungi and their transport structure on the Douglas-fir beetles. Can J For Res
24:2275-2283.
Maciá-Vicente JG, Hans-Börje J, Lopez-Llorca LV. 2009. Assesing fungal root colonization for plant improvement. Plant Signal Behav 4(5):445-447.
Marschner H. 1995. Mineral Nutrition of Higher Plants. London: Academic Press.
Mosali J, Girma K, Teal RK, Freeman KW, Martin KL, Raun WR. 2005. Effect of foliar application on winter grain yield, phosporus uptake and use efficiency. J Plant Nutr 29:2147-2163
Musfal. 2010. Potensi cendawan mikoriza arbuskula untuk meningkatkan hasil tanaman jagung. J Litbang Pertanian 29(4):154-158.
Nahas E. 1996. Factors determining rock phosphate solubilization by microorganism isolated from soil. World J Microb Biotechnol 12:18-23.
Nenwani V, Doshi P, Saha T, Rajkumar S. 2010. Isolation and characterization of a fungal isolate for phosphate solubilizaion and plant growth promoting activity. J Yeast Fungal Res 1(1):009-014.
Ohki T, Masuya H, Yonezawa M, Usuki F, Narisawa K, Hashiba T. 2002. Colonization process of the root endophytic fungus Heteroconium
chaetospira in roots of Chinese cabbage. Komunikasi singkat. Mycoscience
43:191-194.
Olivain C, Alabouvette C. 1999. Process of tomato root colonization by a pathogenic strain of Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici in comparison with a non-pathogenic strain. New Phytol 141:497-510.
Pandya U, Saraf M. 2010. Application of fungi as biocontrol agent and their biofertilizer potential in agriculture. J Adv Dev Res 1(1): 90-99.
50
Panhwar QA, Radziah O, Sariah M, Ismail MR. 2009. Solubilization of different phosphate forms by phosphate solubilizing bacteria isolated from arabic rice. Int J Agric Biol 11(6):667-673.
Pradhan N, Sukla LB. 2005. Solubilization of inorganic phosphates by fungi isolated from agriculture soil. Afr J Biotechnol 5(10):850-854.
Rao AV, Venkateswarin, Kami P. 1982. Isolation of a phosphate dissolving actinomycete. Curr Sci 51: 1117-1118.
Reyes I, Bernier L, Antoun H. 2002. Rock phosphate solubilization and colonization of maize rizosphere by wild and genetically modified strains of
Penicillium rugulosum. Microb Ecol 44: 39-48.
Richa G, Koshla B, Reddy MS. 2007. Improvement of maize plant growth by phosphate solubilizing fungi in rock phosphate amended soils. World J Agri Sci 3(4):481-484.
Sabannavar SJ, Lakshman HC. 2009. Effect of rock phosphate solubilization using mychorrhizal fungi and phosphobacteria on two high yielding varieties
of Sesamum indicum L. World J Agric Sci 5(4): 470-479.
Sagoe CI, Ando T, Kouno K, Nagaoka T. 1998. Relative importance of proton and solution calcium concentration in phosphate rock dissolution by organic acids. Soil Sci Plant Nutr 44:617-625.
Saikkonen K, Faith SH, Helander M, Sullivan TJ. 1998. Fungal endophytes: a continium interactions with hosts plants. Ann Rev Ecol Syst 29:319-343.
Saraswati R. 1999. Teknologi pupuk mikrob multiguna menunjang keberlanjutan sistem produksi kedelai. Ulas Balik. J Mikrobiol Indones 4(1):1-9.
Scervino JM, Gottlieb A, Silvani VA, Pérgola M, Fernández L, Godeas AM. 2009. Exudates of dark septate endophyte (DSE) modulate the development of the arbuscular mycorrhizal fungus (AMF) Gigaspora rosea. Komunikasi singkat. Soil Bio Biochem 41:1753-1756.
Schachtman DP, Reid RJ, Ayling SM. 1998. Phosphorus uptake by plant: From soil to cell. Plant Physiol 116:447-453.
Shehu HE, Kwari JD, Sandabe MK. 2010. Effects of N, P and K fertilizers on yield, content and uptake of N, P and K by Sesame (Sesamum indicum). Int
J Agric Biol 12: 845–850.
Shivanna MB, Meera MS, Hyakumachy M. 1996. Role of root colonization ability of plant growth promoting fungi in the suppression of take-all and common root rot of wheat. Crop Protection 15:497-504.
51 Smith SE, Read DJ. 1997. Mycorrizhal symbiosis. San Diego, CA, USA:
Academic Press.
Smith SE. Smith FA, Jacobsen I. 2003. Mycorrhizal can dominate phosphate supply to plants irrespective of growth responses. Plant Physiol 133:16-20.
Siswanto U, Sukarja EI, Risnaily. 2004. Respon tanaman tempuyung (Sonchus
arvensis L.) pada berbagai takaran dan aplikasi vermikompos. J Ilmu-Ilmu
Pangan Indones 6(2): 83-90.
Theodorou ME, Plaxton WC. 1993. Metabolic adaptations of plant respiration to nutritional phosphate deprivation. Plant Physiol 101:339-344.
Usuki F, Narisawa K. 2007. A mutualistic symbiosis between a dark septate endophytic fungus, Heteroconium chaetospira, and a nonmycorrhizal plant, Chinese cabbage. Mycologia 99(2):175-184.
Varma A, Verma S, Sudha, Sahay N, Butehorn, Franken P. 1999. Piriformospora
indica, a cultivable plant growth promoting root endophyte. Appl Environ
Microbiol. 65(6):2741-2744.
Vierheilig H, Schweiger P, Brundrett M. 2005. An overview of methods for the detection and observation of arbuscular mycorrhizal fungi in roots. Physiol
Plant. 125:393-404.
Whitelaw MA. 2000. Growth promotion of plants inoculated with phosphate solubilizing fungi. Adv Agron 69:99-151.
Wu J, Sun B, Wang Y, Xin G, Ye S. Peng S. 2011. Arbuscular mycorrhizal fungal colonization improves regrowth of Bermudagrass (Cynodon dactylon L.) after cutting. Pak J Bot 43(1): 85-93.
Yadav J, Verma JP, Tiwari KN. 2011. Plant growth promoting activities of fungi and their effect on chickpea plant growth. Asian J Biol Sci 4(3): 291-299.
Lampiran 1 Komposisi media Pikovskaya Glukosa 10 g Yeast Ekstrak 0.5 g Agar 15 g Ca3 (PO4)2 (NH 5 g 4)2.SO4 KCl 0.2 g 0.5 g MgSO4.7H2 MnSO O 0.1 g 4.H2 FeSO O 2 mg 4. 7H2 Aquades 1 l O 2 mg
Lampiran 2 Larutan Hoagland dengan TCP sebagai sumber P
Larutan stok terdiri dari: a. Hara makro Ca(NO3)2.4H2 KNO O 236.1 g/l 3 Ca 101.1 g/l 3 (PO4)2 MgSO 320.2 g/l 4.7H2
b. Hara mikro (dicampur dalam 1 liter aquadestilata) O 246.5 g/l H3BO3 MnCl 2.8 g 2.4H2 ZnSO O 1.8 g 4.7H2 CuSO O 0.2 g 4.5H2 NaMoO O 0.1 g 4 c. FeEDTA 0.025 g EDTA.2Na 10.4 g/l FeSO4.7H2 KOH 56.1 g/l O 7.8 g/l
Larutan kerja dibuat dengan cara mencampur ketiga jenis larutan stok dengan dosis sebagai berikut:
7 ml Ca(NO3)2 5 ml KNO stock 2ml Ca 3 3 (PO4) 2 ml MgSO 2 1 ml hara mikro 4 1 ml FeEDTA
Lampiran 3 Rumus untuk menentukan kadar N, P dan K
Kadar N (%) = ppm kurva x ml ekstrak 1.000 ml-1 x 100 mg contoh-1 Kadar P (%) = ppm kurva x ml ekstrak 1.000 ml
x fp x fk -1
x 100 mg contoh-1 x B.A. P /B.M. PO4
Kadar K (%) = ppm kurva x ml ekstrak 1.000 ml x fp x fk
-1
x 100 mg contoh-1 x fp x fk
Keterangan:
ppm kurva = kadar contoh yang didapat dari kurva hubungan antara kadar deret standar dengan pembacaannya setelah dikoreksi blanko
100 = konversi ke %
fp = faktor pengenceran (10)
fk = faktor koreksi kadar air = 100/(100-% kadar air)
BAP = Ar P (31)
ABSTRACT
DEZI HANDAYANI. Potency of Aspergillus and Penicillium from Dipterocarp Leaf Litter as Phosphate Solubilizer and Root Endosymbiont. Under direction of GAYUH RAHAYU and MIFTAHUDIN
The ability of soil microorganisms especially fungi to convert insoluble forms of phosphorus (P) to an accecible form is important for plant growth and development. Aspergillus sp. IPBCC.09.619 and Penicillium sp. IPBCC.09.620 showed phosphate solubilizing capacity in vitro. However, phosphate solubilizer capability and its endosymbiotic capacity with Zea mays and Shorea selanica root have not been studied. This study was aimed to evaluate the potency of Aspergillus and Penicillium from dipterocarp leaf litter as phosphate solubilizer and root endosymbiont. Microscopic observations of Z. mays and S. selanica seedlings before fungal inoculation showed that Z. mays roots were free from endosymbiotic fungi while those of S. selanica bore Dark Septate Endophyte (DSE). DSE occurred on 85% of S. selanica root seedlings and it is assumed that DSE has synergetic function with Penicillium sp. Of the two fungi studied, only Penicillium sp. lives as endosymbiont. Colonization of Penicillium sp. to Z. mays and S. selanica roots started at root hairs and then penetrated epidermal cell through epidermal junction. Some hyphae became lobed within epidermal and cortical cells and fullfiled inoculated cells with tiny hyphae. After 8 weeks inoculation, hyphae came out from the epidermal cells and developed penicillate structure on root surface. Inoculation of Penicillium sp. to Z. mays root at 100% TCP dosage (equal to 60 mg P2O5/plant) increased all of growth parameters, except S. selanica shoot length. Shoot dry weight of Z. mays and S. selanica showed higest response to fungal inoculation as indicated by 82% and 54.7% increases respectively. Colonization of Penicillium sp. to both plants increased P uptake at 60 mg P2O5/plant dosage (37% and 103% higher than plant control respectively). Phosphorus uptake at 50% P dosage was not significantly different with control. It means, inoculation of Penicillium sp. makes application of P efficient.
Keywords: phosphate solubilizing fungi, Aspergillus sp., Penicillium sp., root endosymbiont, plant growth, DSE.
1 1 PENDAHULUAN
1.1 Latar Belakang
Fosfor (P) merupakan unsur vital bagi pertumbuhan dan perkembangan tanaman dan ditemukan pada semua sel tanaman hidup. Fosfor memegang peranan penting dalam proses metabolisme energi, aktivasi metabolit intermediet, sebagai komponen aliran sinyal transduksi, elemen struktural asam nukleat dan fosfolipid (Bucher 2007). Walaupun kandungan P total dalam tanah tinggi, namun sebagian besar P ada dalam bentuk terikat dan hanya 0.1 sampai 0.5% yang dapat digunakan oleh tanaman (Pradan & Sukla 2005). Kendala ini dapat diatasi dengan penambahan P ke tanah pertanian dalam bentuk pupuk fosfat. Walaupun demikian, lebih dari 80% pupuk fosfat yang diaplikasikan dengan cepat berubah bentuk menjadi P terikat melalui reaksi presipitasi dengan ion Al3+ dan Fe3+ dalam keadaan tanah asam serta Ca2+
Alternatif lain untuk mengatasi masalah di atas adalah penggunaan mikroorganisme pelarut fosfat. Selain mampu meningkatkan ketersediaan P dan memicu pertumbuhan tanaman, mikroorganisme pelarut fosfat juga diketahui dapat melindungi tanaman dari penyakit dan bertindak sebagai agens biokontrol (Koike et al. 2001; Shivanna et al. 1999), menghasilkan hormon tumbuh (Yadav
et al. 2011; Nenwani et al. 2010); melarutkan berbagai hara mikro (Altomare et
al. 1999); meningkatkan toleransi tanaman terhadap cekaman (Pandya & Saraf 2010) dan relatif ramah lingkungan.
pada tanah dengan pH tinggi (Hao et al. 2002; Holford 1997) sehingga penggunaan pupuk menjadi tidak efisien. Dengan demikian, pupuk fosfat harus ditambahkan secara teratur agar ketersediaan P bagi tanaman terpenuhi. Penggunaan pupuk yang terus menerus menimbulkan beberapa dampak negatif, diantaranya adalah peningkatan biaya produksi pertanian dan penurunan kualitas lahan akibat akumulasi pupuk kimiawi dalam tanah pertanian (Saraswati 1999).
Bakteri dan cendawan tanah diketahui dapat melarutkan fosfat anorganik. Fosfat dalam bentuk terikat akan diubah menjadi fosfat terlarut sehingga dapat diserap dengan mudah oleh tanaman (Nenwani et al. 2010; Panhwar et al. 2009; Ali Khan et al. 2009). Mikroorganisme pelarut fosfat memegang peranan penting
2
dalam penyediaan P bagi tanaman sehingga memungkinkan untuk pemberian pupuk P secara berkelanjutan dan efisien. Mikroorganisme ini termasuk dalam kelompok bakteri, cendawan dan aktinomiset. Perubahan fosfat menjadi bentuk terlarut umumnya dilakukan melalui asidifikasi, pengkelatan logam dan reaksi pertukaran ion (Pradhan & Sukla 2005).
Cendawan diketahui memiliki kemampuan yang lebih tinggi daripada bakteri dalam proses pelarutan fosfat (Nahas 1996). Aspergillus sp. dan
Penicillium sp. secara berurutan dapat melarutkan 480 µg/ml dan 275 µg/ml fosfat
dari 0.5% trikalsium fosfat (TCP) setelah 4 hari (Pradhan & Sukla 2005). Richa et al. (2007) melaporkan bahwa A. tubingensis dan A. niger merupakan cendawan pelarut fosfat yang baik diaplikasikan pada tanah alkalin dengan sumber P berupa
rock phosphate. Hal senada juga dilaporkan oleh Barrow & Osuna (2002) yang
menyatakan bahwa cendawan dark septate endophyte (DSE) dapat meningkatkan efisiensi penyerapan fosfat pada tanaman Atriplex canescens.
Penapisan cendawan pelarut fosfat sampai sekarang terus dilakukan untuk mendapatkan isolat potensial. Cendawan ini dapat digunakan sebagai pupuk hayati untuk meningkatkan efisiensi penyerapan P dalam tanah (Kucey 1987; Barrow & Osuna 2002; Richa et al. 2007). Cendawan pelarut fosfat dapat dikategorikan sebagai cendawan mutualistik akar yang terdiri dari cendawan mikoriza, misalnya Glomus fasciculatum dan Acaulospora laevis (Sabannavar & Lakshman 2009) dan cendawan non mikoriza seperti Penicillium rugulosum
(Reyes et al. 2002), P. citrinum, Trichoderma harzianum dan Aspergillus niger
(Yadav et al. 2011). Penelitian terhadap cendawan-cendawan pelarut fosfat telah banyak dilakukan, namun lebih terkonsentrasi pada jenis cendawan mikoriza. Sementara itu, penelitian terhadap cendawan mutualistik akar non mikoriza serta respon tanaman inang dan proses kolonisasi yang terjadi belum banyak diketahui (Varma et al. 1999).
Imaningsih (2010) berhasil mengisolasi beberapa isolat Aspergillus dan
Penicillium dari serasah hutan dipterocarp asal Kalimantan Tengah dan
Kalimantan Timur. Aspergillus dan Penicillium asal serasah dipterocarp tersebut diketahui mampu menghasilkan IAA, termotoleran dan dapat bertindak sebagai dekomposer, tetapi potensi pelarut fosfat isolat-isolat tersebut belum dipelajari.
3 1.2 Tujuan Penelitian
Penelitian ini bertujuan untuk menganalisis potensi Aspergillus dan
Penicillium asal serasah dipterocarp sebagai pelarut fosfat simbiotik akar Z. mays
bebas endosimbion dan S. selanica terkolonisasi DSE.
1.3 Hipotesis Penelitian
Hipotesis dalam penelitian ini adalah:
1. Aspergillus dan Penicillium asal serasah dipterocarp adalah cendawan
pelarut fosfat
2. Aspergillus dan Penicillium asal serasah dipterocarp dapat hidup sebagai
cendawan endosimbion akar Z. mays bebas endosimbion dan akar S.
5 2 TINJAUAN PUSTAKA
2.1 Peranan dan Ketersediaan Fosfor
Fosfor merupakan unsur hara makro esensial bagi tanaman dan menempati kurang lebih 0.2% bobot kering tanaman. Fosfor adalah komponen penyusun molekul asam nukleat, fosfolipid dan ATP yang penting. Oleh karena itu tanpa adanya asupan P yang cukup, tanaman tidak dapat tumbuh dengan baik. Fosfor organik (Pi) juga terlibat dalam pengontrolan serangkaian reaksi enzimatik dan regulasi lintasan metabolik (Theodorou & Plaxton 1993).
Meskipun jumlah total P dalam tanah tinggi, namun P tersedia dalam bentuk terikat atau jauh dari daerah rizosfer sehingga tidak dapat dijangkau oleh sistem perakaran tanaman. P dalam tanah ditemukan dalam beberapa bentuk berbeda, seperti asam organik dan mineral (Schachtman et al. 1998). Pada banyak sistem produksi pertanian, fosfor merupakan unsur hara esensial yang paling sering dijumpai dalam keadaan kahat setelah N (Mosali et al. 2005).
Sebagian mikroorganisme tanah memiliki kemampuan untuk melarutkan fosfat. Mekanisme pelarutan fosfat dapat dilakukan dengan beberapa cara yaitu asidifikasi, pengkelatan logam dan reaksi pertukaran ion (Pradhan & Sukla 2005). Umumnya proses solubilisasi fosfat oleh mikroorganisme terjadi melalui mekanisme pengkelatan logam (Whitelaw 2000). Mikroorganisme menghasilkan berbagai asam organik dengan bobot molekul rendah seperti asam glukonat, asam sitrat dan asam laktat untuk mengkelat kation dari senyawa fosfat (Chen et al. 2006). Gugus hidroksil dan karboksil dari asam yang dihasilkan akan mengkelat kation (Al, Fe, Ca) dari senyawa fosfat sehingga Pi dapat dilepaskan. Biasanya, reaksi ini diikuti oleh penurunan pH tanah (Sagoe et al. 1998). Solubilisasi kalsium fosfat umumnya terjadi melalui proses asidifikasi. Proses asidifikasi lingkungan sekitar sel mikroba dilakukan dengan substitusi proton/ekskresi H+
(Ca
diikuti absorbsi kation dalam jumlah yang besar. Goldstein (1986) secara umum menggambarkan proses asidifikasi kalsium fosfat dalam persamaan berikut:
2+
)m(PO43-)n + (HA) = (H+) (PO43-) + Ca2+ (A
-Solubilisasi fosfat organik (Po) di dalam tanah terjadi melalui proses mineralisasi melalui aksi fosfatase. Fosfatase (alkaline fosfatase dan acid fosfatase)
6
menggunakan fosfat organik sebagai substrat dan mengubahnya menjadi bentuk fosfat inorganik (Nenwani et al. 2010).
Fosfor diserap akar tanaman dalam dua bentuk anion, masing-masing dihidrogen fosfat (H2PO4-) dan monohidrogen fosfat (HPO42-) (Jones 1998). Bentuk Pi dalam larutan tergantung pada pH larutan. Nilai pK disosiasi H3PO4 menjadi H2PO4- dan HPO42- secara berurutan adalah 2.1 dan 7.2. Oleh karena itu, di bawah pH 6 Pi umumnya ada dalam bentuk monovalen H2PO4- . Sedangkan HPO42- ada dalam proporsi minor (Schachtman et al. 1998).
2.2 Cendawan Mutualistik Akar
Cendawan mutualistik akar dapat dikategorikan dalam kelompok cendawan mikoriza dan non mikoriza. Cendawan mikoriza merupakan cendawan non patogen paling umum yang bersimbiosis dengan sekitar 80% akar tanaman berpembuluh (Smith & Read 1997). Cendawan mikoriza memberi kemudahan bagi tanaman untuk mendapatkan nutrisi. Kemampuan hifa eksternal cendawan mikoriza mengeksploitasi P yang berlokasi di sekitar daerah deplesi P dapat mengatasi keterbatasan difusi fosfat anorganik yang lambat dalam tanah. Ukuran hifa yang jauh lebih kecil (1/10) dibandingkan dengan akar tanaman memberi kemudahan bagi hifa masuk jauh sampai ke pori-pori tanah untuk menjangkau P dan air (Smith et al. 2003).
Dalam habitat alami, asosiasi antara cendawan mikoriza dan tanaman inang saling menguntungkan. Namun dalam sistem yang melibatkan campur tangan manusia, asosiasi tersebut bisa berkembang ke arah parasitisme. Hal ini dapat terjadi pada media tanam dengan konsentrasi P terlarut tinggi (Bucher 2007).
Berbagai jenis cendawan lain termasuk cendawan endofit dapat berasosiasi dengan sistem perakaran tanaman membentuk simbiosis mutualisme. Cendawan endofit dapat membantu tanaman inang dalam berbagai hal, diantaranya yaitu adaptasi di habitat yang kurang menguntungkan, perlindungan terhadap stress lingkungan baik biotik maupun abiotik, peningkatan pertumbuhan dan penyerapan nutrisi (Maciá-Vicente et al. 2009).
Eksploitasi cendawan endofit yang menguntungkan terus dilakukan untuk berbagai tujuan aplikasi langsung di lapangan, diantaranya meningkatkan hasil
7 panen tanaman pertanian, mengontrol penyakit dan hama tanaman, adaptasi tanaman terhadap lingkungan yang kurang menguntungkan serta untuk kegiatan penghutanan lahan kembali. Ekploitasi cendawan endofit untuk tujuan-tujuan di atas dapat dilakukan dengan dua cara yaitu menggunakan cendawan endofit yang secara alami sudah terbukti memberikan keuntungan bagi tanaman inang dan melalui kolonisasi jaringan tanaman oleh cendawan yang diduga memiliki ciri-ciri yang diinginkan (Maciá-Vicente et al. 2009; Bhagobaty et al. 2010).
2.3 Kolonisasi Cendawan pada Akar
Kolonisasi cendawan dapat didefinisikan sebagai suatu keadaan dimana cendawan berada dalam tubuh inang untuk jangka waktu tertentu (Casadeval & Pirovski 2000). Barker et al. (1998) menyatakan bahwa inisiasi awal simbiosis cendawan mikoriza dengan inangnya ditandai dengan pelekatan cendawan pada jaringan inang. Umumnya cendawan mikoriza melekat pada jaringan inang melalui apresoria (cendawan vesikula arbuskula/VAM) atau dengan hifa (ektomikoriza). Tahapan ini dilanjutkan dengan kolonisasi bagian internal sel dan perkembangan hifa intraselular (hanya cendawan VAM).
Prekolonisasi cendawan VAM dimulai dengan perkecambahan spora dalam air menghasilkan hifa aseptat. Pertumbuhan hifa tidak berlanjut tanpa keberadaan akar atau eksudat akar. Perkecambahan spora dipengaruhi oleh senyawa kimia yang dihasilkan akar. Senyawa kimia yang bertindak sebagai sinyal pemicu respon hifa atau spora cendawan adalah berbagai senyawa fenolik dan iso/flavonoid yang umum terbentuk akibat interaksi tanaman-mikroba (Barker et al. 1998).
Struktur khas cendawan VAM yang dibentuk secara interselular adalah arbuskula dan vesikula. Arbuskula adalah percabangan dikotomus yang intensif dari hifa intraselular dan berperan dalam transfer nutrisi antara cendawan dan tumbuhan. Vesikula dibentuk secara intra dan interseluler. Struktur ini berfungsi sebagai cadangan makanan bagi cendawan. Varma et al. (1999) menyatakan bahwa cendawan mutualistik akar non mikoriza Pirimospora indica
mengkolonisasi akar melalui pembentukan apresorium saat terjadi kontak dengan akar tumbuhan inang. Setelah itu dilanjutkan dengan kolonisasi interseluler di
8
dalam korteks melalui pembentukan struktur percabangan dan koil atau struktur