Buku Ajar
ILMU BEDAH HEWAN KECIL
Penulis:
Dr. Drh. Erwin, M. Sc Dosen Ilmu Bedah Veteriner Laboratorium Klinik Bedah Fakultas Kedokteran Hewan
Universitas Syiah Kuala, Banda Aceh, Indonesia
SYIAH KUALA UNIVERSITY
ILMU BEDAH HEWAN KECIL
Copyright 2018, Erwin, Laboratorium Klinik Bedah, Fakultas Kedokteran Hewan, Universitas Syiah Kuala
Penulis : Erwin, E Desain Sampul : Erwin, E
Tata Letak : Drh. Yola Heryanita Penyunting Bahasa : Dr. Drh. Etriwati, M.Si Penyunting Gmbar : Hefri Yunaldi, S.KH
Hak cipta dilindungi oleh undang-undang
ISBN : 978-623-7086-27-7
Penerbit : Syiah Kuala University Press
PRAKATA
Puji dan syukur penulis panjatkan kepada Allah subhanahu wa ta’ala atas segala hidayah dan karunia-Nya yang telah memberikan rahmat dan ilmu pengetahuan kepada penulis, sehingga buku ini dapat diselesaikan sesuai harapan.
Penulis mengucapkan terima kasih kepada Rumah Sakit Hewan Pendidikan Fakultas Kedokteran Hewan (RSHP FKH) Universitas Syiah Kuala (Unsyiah) dan Institut Pertanian Bogor (IPB) atas fasilitas yang diberikan. Beberapa dokumentasi gambar bedah dalam buku ini berasal dari pasien yang kami tangani di bagian bedah veteriner RSHP FKH Unsyiah dan IPB. Penulis hanya bermaksud mengambil gambar tersebut sebagai sarana untuk mempermudah mahasiswa pada khususnya dan pembaca pada umumnya untuk memahami prosedur dan tindakan bedah.
Secara umum buku ini diharapkan menjadi referensi bagi dokter hewan berpraktek mandiri, dokter hewan di klinik hewan, dan dokter hewan di rumah sakit hewan dalam membantu menangani kasus-kasus yang harus ditangani dengan tindakan bedah pada anjing dan kucing.
Secara khusus, buku ini dapat dijadikan bahan acuan dalam mata kuliah ilmu bedah veteriner umum dan ilmu bedah veteriner khusus pada program studi pendidikan dokter hewan dan pendidikan profesi dokter hewan.
Semoga buku ini memberikan manfaat yang besar bagi perkembangan khazanah ilmu pengetahuan dan memperkaya referensi buku-buku ilmu bedah veteriner pada hewan kecil di Indonesia. Kami menyadari masih banyak kekurangan dalam penyusunan buku ini, oleh karena itu saran yang membangun sangat diharapkan untuk perbaikan pada edisi mendatang.
Banda Aceh, November 2018
Dr. Drh. Erwin, M.Sc
iii
KATA PENGANTAR
Puji dan syukur kita panjatkan kepada Allah subhanahu wa ta’ala atas segala hidayah dan karunia-Nya yang telah memberikan rahmat dan ilmu pengetahuan kepada penulis untuk menulis sebuah buku bedah veteriner bagi mahasiswa dan pembaca.
Semakin meningkatnya minat calon mahasiswa untuk kuliah di program studi pendidikan dokter hewan dan pendidikan profesi dokter hewan, memotivasi kami untuk menulis sebuah buku dengan judul “Ilmu Bedah Hewan Kecil”. Pada bagian awal buku ini menjelaskan tentang sterilisasi peralatan, persiapan sebelum tindakan bedah, penanganan setelah tindakan bedah dan anastesi pada hewan. Pada bagian selanjutnya menjelaskan tentang bedah kulit, bedah gangguan dinding abdomen, bedah saluran pencernaan, bedah saluran reproduksi dan saluran urinaria.
Kami menyambut baik terbitnya buku ini, dan kami sangat bangga atas dijadikan dokumentasi dari tindakan bedah RSHP FKH IPB sebagai referensi dalam menulis buku ini. Seiring dengan perkembangan zaman dan teknologi, dunia kedokteran hewan berkembang sangat pesat.
Secara khusus, semoga buku ini dapat dijadikan bahan acuan dalam mata kuliah ilmu bedah veteriner umum dan ilmu bedah veteriner khusus pada program studi pendidikan dokter hewan dan pendidikan profesi dokter hewan. Buku ini juga diharapkan menjadi referensi bagi dokter hewan berpraktik mandiri, dokter hewan di klinik hewan, dan dokter hewan di rumah sakit hewan dalam membantu menangani kasus-kasus yang harus ditangani dengan tindakan bedah pada anjing dan kucing.
Semoga buku ini memberikan manfaat yang besar bagi perkembangan khazanah ilmu pengetahuan dan memperkaya referensi buku-buku ilmu bedah veteriner pada hewan kecil di Indonesia. Kami menyadari masih banyak kekurangan dalam penyusunan buku ini, oleh karena itu saran yang membangun sangat diharapkan untuk perbaikan pada edisi mendatang.
Bogor, November 2018 Direktur Eksekutif Rumah Sakit Hewan Pendidikan, FKH IPB Prof. Drh. Deni Noviana, Ph. D, DAiCVIM
vii
DAFTAR ISI
PRAKATA iii
KATA PENGANTAR v
DAFTAR ISI vii
DAFTAR GAMBAR
1 STERILISASI, ASEPSIS DAN ANTISEPTIK 3
Sterilisasi 3
Asepsis 6
Antiseptik 9
2 BENANG DAN JAHITAN BEDAH 17
Benang 17
Jahitan 20
3 LUKA DAN KESEMBUHAN 29
Luka 29
Jenis Luka 30
Kesembuhan Luka 32
Faktor Berpengaruh Terhadap Kesembuhan 38 Peran Cytokine Dalam Kesembuhan Luka 40 4 PERSIAPAN SEBELUM DAN PENANGANAN SETELAH
BEDAH 47
Pemeriksaan Kondisi Pasein 47
Preparasi Sebelum Bedah 51
Preparasi Tim Bedah 53
Penanganan Setelah Bedah 56
5 ANASTESI 59
Sejarah Anastesi 59
Anastesi Regional 60
Anastesi Umum 62
Anastesi Inhalasi 65
6 BEDAH KULIT 73
Kulit 73
Skin Flaps 75
Skin Graft 79
Fase Kesembuhan Skin Graft 81
Pembagian Skin Graft 83
7 GANGGUAN DINDING ABDOMEN 89
Anatomi Dinding Bedah Abdomen 89
Pembagian Hernia 91
Hernia Umbilicalis/Abdominalis 92
Hernia Perinealis 95
Hernia Diafragmatica 97
Hernia Dinding Sub Lumbal 100
8 BEDAH SALURAN PENCERNAAN 107
Saluran Pencernaan 107
Gastrotomi 108
Enterotomi dan Enterectomi 114
Megakolon 122
9 BEDAH SALURAN REPRODUKSI 127
Kastrasi 127
Ovariohisterektomi 130
Sectio Caesar 132
Pyometra 134
10 BEDAH SALURAN URINARIA 141
Saluran Urinaria 141
Nefrotomi dan Nefrektomi 142
Cistotomi 146
Uretrotomi 149
DAFTAR PUSTAKA 153
1 STERILISASI, ASEPSIS
DAN ANTISEPTIK
1 STERILISASI, ASEPSIS DAN ANTISEPTIK
Sterilisasi
Sterilisasi merupakan proses membunuh semua mikroorganisme hidup, termasuk spora. Sterilisasi mencegah terjadinya kontaminasi mikroorganisme pada saat persiapan bedah meliputi; kamar bedah, operator, peralatan bedah, perlengkapan tim bedah dan hewan yang dibedah.
Sterilisasi fisik yang sering digunakan adalah autoclave dan oven. Sterilisasi autoclave (Gambar 1.1) menggunakan air mendidih sampai 100 °C yang menghasilkan uap, jika tekanan ditingkatkan menyebabkan suhu uap air meningkat dan membunuh mikroorganisme beserta spora yang tidak tahan terhadap panas. Mikroorganisme akan mati akibat koagulasi protein seluler. Waktu sterilisasi menggunakan autoclave relatif singkat yaitu 3 menit pada suhu 134 °C dan 15 menit pada suhu 121 °C. Sterilisasi menggunakan autoclave sangat efektif karena tidak mahal, waktu minimal dan mampu mensterilkan bahan bedah. Kekurangan sterilisasi autoclave adalah sebelum proses sterilisasi, material harus bersih dari kotoran, merusak peralatan yang sensitif terhadap panas dan membutuhkan perawatan alat dan quality control.
2 BENANG DAN JAHITAN
BEDAH
2 BENANG DAN JAHITAN BEDAH
Benang
Prosedur bedah adalah tindakan bedah untuk pengobatan yang menggunakan cara invasf dengan membuka, mengamati, menyayat dan menjahit bagian tubuh yang akan ditangani. Setelah bagian tubuh ditangani dan ditampilkan, selanjutnya dilakukan penutupan melalui penjahitan luka bedah. Salah satu bahan yang sangat dibutuhkan adalah benang bedah. Benang bedah merupakan material implant yang berperan untuk ligase atau mengikat pembulu darah, jaringan dan organ. Penggunaan jenis benang ditentukan oleh jenis jaringan, organ dan bagian tubuh yang akan dijahit. Memilih benang bedah sesuai sangatlah penting, karena menimbulkan trauma penjahitan dan respon dari tubuh yang akan mempengaruhi penyembuhan luka. Secara umum benang bedah untuk penjahitan luka dibagi menjasi;
1. Benang dapat diserap (absorbableI)
Jenis benang bedah yang dapat diserap oleh tubuh akan terurai dalam tubuh dengan aman, penyerapan berlangsung secara bertahap dan tanpa meninggalkan bekas jahitan. Benang bedah diserap oleh tubuh digunakan untuk menjahit jaringan atau organ dalam dari tubuh. Penyerapan benang bedah oleh tubuh dengan bantuan enzim penyerapan dalam tubuh. Contohnya; polyglycolic
3 LUKA DAN
KESEMBUHAN
3 LUKA DAN KESEMBUHAN
Luka
Luka (ulkus) adalah rusaknya kesatuan/komponen jaringan yang terjadi akibat trauma dari luar tubuh. Tubuh merespon terhadap berbagai cedera dengan proses pemulihan yang kompleks dan dinamis untuk menghasilkan pemulihan anatomi dan fungsi secara terus-menerus.
Tubuh secara normal merespon terhadap cedera melalui “proses peradangan”, yang dikarakteristikkan dengan lima tanda utama: bengkak (swelling), kemerahan (redness), panas (heat), nyeri (pain) dan kerusakan fungsi (impaired function).
Bagian luka terbagi menjadi dua bagian yaitu dinding luka dan isi luka. Dinding luka terdiri dari daerah sentral (tengah), daerah yang iskhemia dengan vitalitas jaringan yang menurun di sekeliling daerah sentral dan daerah reaksi yang terletak paling luar dengan tanda-tanda radang akut. Bagian kedua adalah isi luka yang terdiri dari jaringan kotor, bekuan darah, cairan limfe dan lain-lain. Bagian-bagian luka tersebut tidak ditemukan pada luka kontusi dan luka lecet (excoriasi).
Gejala luka dibagi menjadi gejala primer dan gejala sekunder.
Gejala primer berupa nyeri dan pendarahan, pinggir luka akan terkuak oleh kontraksi jaringan elastis. Apabila panjang luka searah dengan arah serabut otot atau tendon, maka tepi luka hanya sedikit terkuak.
Terkuaknya tepi luka juga dipengaruhi oleh gerakan dan tegangan di area luka. Gejala sekunder dari luka berupa proses radang, proses penyembuhan dan pembentukan jaringan parut (sikatrisasi).
4 PERSIAPAN SEBELUM
DAN PENANGANAN
SETELAH BEDAH
4 PERSIAPAN SEBELUM DAN PENANGANAN SETELAH BEDAH
Perlakuan terhadap hewan sebelum dan sesudah tindakan bedah sangat menentukan keberhasilan dan kesembuhan luka bedah. Kondisi fisik dan klinis hewan yang baik setelah bedah memberi kepuasan kepada pemilik hewan untuk kesembuhan luka yang cepat dan tepat waktu.
Pemeriksaan Kondisi Pasein 1. Riwayat hewan
Pemeriksaan riwayat hewan untuk memperoleh informasi sebanyak mungkin dari pemilik hewan tentang hewannya. Informasi mengenai riwayat hewan meliputi anamnesa, permasalahan yang di derita hewan, signalemet, jenis pakan, exercise, lingkungan sekitar hewan, penyakit yang pernah dialami, obat yang pernah diberikan dan obat yang sedang diberikan.
2. Pemeriksaan fisik
Secara umum pemeriksaan umum untuk mengamati kondisi tubuh hewan, sikap dan perawakan, status mental. Namun untuk tindakan bedah spesifik membutuhkan pemeriksaan khusus seperti; bedah penanganan fraktur membutuhkan pemeriksaan neurologic dan ortopedik, bedah saluran intestinal membutuhkan pemeriksaan saluran intestinal dari kranial ke kaudal.
5 ANASTESI
5 ANASTESI
Sejarah Anastesi
Anastesi berasal dari kata “anaisthaesia” yang merupakan Bahasa Jerman yang berarti ketidakpekaan. Hilangnya sensasi dari sebagian atau keseluruhan tubuh akibat induksi obat atau kombinasi obat yang menekan aktifitas jaringan sistem saraf perifer (bersifat lokal dan regional) atau sistem saraf pusat (anastesi umum). Selain untuk tindakan bedah, anastesi umum juga digunakan sebagai restrain kimia pada hewan. Anastesi digunakan dalam tindakan bedah untuk mengurangi nyeri pada tubuh saat tindakan bedah. Anastesi lazim digunakan secara parentral (intravena, intramuskular, subkutan) dan secara inhalasi.
Beberapa kriteria anastesi yang baik antara lain;
1. Memberikan efek anastesi yang baik dengan toksisitas yang paling rendah/minimum
2. Efek samping yang ringan pada sistem saraf, kardiovaskular, dan respirasi
3. Dapat dimetabolisme dan dieksreksikan dengan efek yang ringan pada hati atau ginjal
4. Memberikan relaksasi otot dengan analgesik dan imobilisasi yang mencukupi
5. Eksposur gas yang minimal terhadap personel yang bekerja (untuk inhalasi)
6. Tidak mengiritasi saluran napas (untuk inhalasi) 7. Memberikan induksi dan pemulihan yang cepat
6 BEDAH KULIT
6 BEDAH KULIT
Kulit
Kulit merupakan lapisan terluar dari tubuh dan merupakan organ terbesar yang dimiliki oleh mamalia. Kulit berfungsi melindungi organ dibawahnya terhadap kerusakan mekanik, mengatur suhu tubuh beserta kadar air, membuang garam hasil metabolisme dan melindungi tubuh terhadap pengaruh fisik, kimia dan jasad renik yang masuk kedalam tubuh. Ketebalan kulit bervariasi diantara spesies hewan piaraan (kuda, sapi, domba, babi, anjing dan kucing), kulit paling tipis berkisar antara 0.4 mm (kucing) sampai 2.4 mm (Sapi Holstein) dan paling tebal sekitar 1.9 mm (kucing) sampai 10.7 mm (kuda jantan). Kulit merupakan subjek dari berbagai tipe luka atau kerusakan seperti abrasi, kontusi, laserasi dan insisi. Perbaikan kulit setelah luka merupakan kejadian kompleks dan dinamis. Perbaikan luka menggambarkan persambungan dari aktifitas sel secara keseluruhan.
Lapisan epidermis terdiri dari stratum basale/germinativum, stratum spinosum, stratum granulosum dan stratum corneum. Pada telapak kaki dan planum nasale terdapat lapisan sel yang telah mati yang disebut stratum lucidum. Keratin adalah suatu skleroprotein yang sangat resisten terhadap pengaruh kimia. Keratin yang terdapat pada lapisan epidermis adalah keratin lunak, sedangkan pada kuku adalah keratin keras. Lapisan dermis terdiri lapisan stratum papilleare dan stratum retikulare. Lapisan dermis/korium merupakan bagian utama kulit yang
7 GANGGUAN DINDING
ABDOMEN
7 GANGGUAN DINDING ABDOMEN
Anatomi Bedah Dinding Abdomen
Dinding abdomen merupakan otot yang melindungi organ pada area abdomen. Dinding abdomen dibagi menjadi menjadi dinding ventro-dorsal dan sub-lumbal. Beberapa otot yang membentuk dinding abdomen antara lain muskulus eksternal abdominal oblique, muskulus internal abdominal oblique, muskulus abdominis dan muskulus transversus abdominis. Gangguang pada dinding abdomen sering diakibatkan oleh gangguan kongenital, trauma, namun dapat juga disebabkan oleh tindakan bedah yang salah. Trauma pada dinding abdomen menyebabkan perpindahan letak anatomi dari organ, sehingga fungsi organ tersebut terganggu. Sebelum tindakan bedah untuk penanganan hernia, beberapa pemeriksaan yang harus dilakukan, antara lain;
1. Pemeriksaan fisik
Pemeriksaan fisik meliputi observasi umum sikap berdiri, cara hewan berjalan, hidrasi, nyeri area abdomen, muntah, depresi dan sepsis.
Pemeriksaan sistemik palpasi area abdomen untuk identifikasi pembesaran organ, perpindahan letak organ dan area nyeri. Jika hewan memberi respon nyeri menandakan terjadi hernia dan berikan sedikit tekanan untuk mengamati apakah terjadinya iskemia dan nekrosa jaringan.
8 BEDAH SALURAN
PENCERNAAN
8 BEDAH SALURAN PENCERNAAN
Saluran Pencernaan
Saluran pencernaan hewan kecil dimulai dari mulut, esofagus, gastrium, usus kecil dan usus besar. Saluran pencernaan merupakan salah satu sistem pada tubuh hewan yang mempunyai daya tahan yang sangat lemah. Gangguan sederhana pada saluran pencernaan menyebabkan hewan muntah, diare, regurgitasi pakan dan air, hipersalivasi, anoreksia, lesu dan nyeri abdomen. Gangguan pada saluran pencernaan disebabkan oleh mikroorganisme, gangguan metabolisme dan trauma. Gangguan oleh mikroorganisme dan metabolisme dapat ditangani dengan pemberian obat-obatan melalui rawat jalan. Banyak kasus gangguan pencernaan akibat trauma ditangani dengan pembedahan. Gangguan pencernaan akibat trauma disebabkan oleh trauma kecelakaan, intussusception, volvulus dan benda asing yang menyebabkan obstruksi. Pencitraan radiografi sangat membantu diagnostik sebelum prosedur bedah dilakukan. Ultrasonografi membantuk dokter untuk melihat struktur anatomi dari organ yang mengalami gangguan. Endoskopi membantu dokter hewan untuk mengamati struktur mukosa dari saluran pencernaan, sekaligus dapat membantu mengambil benda asing secara non-invasif.
Berbagai benda asing dapat dicerna oleh hewan berumur muda, benda asing berbentuk linear lebih sering terjadi pada kucing. Anjing umumnya menelan benda asing berupa tulang, kulit mentah, mainan,
9 BEDAH SALURAN
REPRODUKSI
9 BEDAH SALURAN REPRODUKSI
Bedah saluran reproduksi umumnya untuk mengangkat gonad (gonadektomi) pada saat hewan prepubertas. Gonadektomi pada hewan untuk mencegah reproduksi pada hewan peliharaan. Gonadektomi pada kucing tidak berpengaruh terhadap fungsi sistem kekebalan tubuh.
Kucing jantan yang dikastrasi menurunkan diameter uretra dan meningkatkan kejadian obstruksi. Kastrasi sebelum usia 5,5 bulan menurunkan sifat agresi dan perilaku seksual. Pada kucing jantan dan betina, gonadektomi pada usia muda mengurangi kejadian asma, radang gusi dan hiperaktif. Gonadektomi prepubertas juga mengurangi resiko kanker mammae pada anjing betina. Tingkat kejadian kanker mammae pada anjing yang di gonadektomi sebelum estrus pertama hanya 0,5 % dan 26 % pada anjing setelah estrus kedua. Resiko prepubertas gonedektomi pada anjing berupa gangguan urogenital, ganguan sendi dan penutupan phiseal yang tertunda, sehingga pertumbuhan tulang terhambat.
Kastrasi
Kastrasi pada kucing jantan lebih disukai oleh pemilik hewan yang menjadikan hewannya sebagai pendamping. Kastrasi pada kucing jantan menurukan sifat agresif kepada hewan lain dan juga mengurangi perilaku urinasi sembarangan. Kucing jantan yang di kastrasi rentan
10 BEDAH SALURAN
URINARIA
10 BEDAH SALURAN URINARIA
Saluran Urinaria
Saluran urinaria berfungsi untuk eksresi sisa metabolisme, saluran urinaria sangat peka terhadap gangguan. Pemberian pakan tinggi mineral, protein dan terapi obat-obatan terutama obat-obat diuretik merupakan faktor pencetus terjadinya gangguan di saluran urinaria.
Saluran urinaria terdiri dari ginjal, ureter, vesika urinaria dan uretra.
Gangguan pada saluran urinaria sering dikaitkan dengan urolithiasis (batu kemih). Urolit dan endapan kristal tersebut dapat ditemukan di ginjal, uretra dan kebanyakan di vesika urinaria (VU).
Adanya batu atau polikristal dapat membuat iritasi saluran urinaria yang mengakibatkan saluran urinaria rusak dan menimbulkan nyeri beserta hematuria. Dalam beberapa kasus ditempat praktek dokter hewan, sistitis dilaporkan terjadi sekitar 3 % pada anjing. Penyebab umum sistitis adalah infeksi saluran kemih. Beberapa kondisi yang meningkatkan resiko gangguan saluran urinaria adalah kelainan anatomi (ectopic kongenital ureter), incontinence ureter, penyakit autoimun (diabetes mellitus, Cushing’s disease, gangguan ginjal kronis), ketidakmampuan mengosongkan VU, infeksi sekeliling vulva pada hewan betina dan infeksi kelenjar prostat pada hewan jantan. Urolit menyebabkan iritasi mukosa saluran urinaria sebagai causa peradangan saluran urinaria.
DAFTAR PUSTAKA
Adams D and Ramsey ML. 2005. Grafts in dermatologic surgery.
Dermatol Surg. 31:1055-1067.
Allenspach K. 2015. Diagnosis of small intestinal disorders in dogs and cats. Clinics in Laboratory Medicine. 35(3):521-534.
Andrea A, Roberta B, Maurizio B, Carlo D. 2005. Classification and Bartges JW. 2004. Diagnosis of urinary tract infections. Veterinary
Clinics of North America. Small Animal Practice. 34: 923–933.
Bartges JW. 2013. Rock n roll: Medical management of struvite and urate urolits. In: Proceedings of the Western Veterinary Conference 2013, The University of Tennessee, Knoxville, TN, USA.
Boothe HW. 2012. Instrument and tissue handling techniques. In: Tobias KM, Johnston SA, eds. Veterinary Surgery: Small Animal. St.
Louis, MO: Elsevier Saunders. pp 201-213.
Brandenberger-Schenk F, Rothenanger E, Reusch CE, Gerber B. 2015.
Urolits of dogs in Switzerland from 2003 to 2009. Schweiz Arch Tierheilkd. 157: 41-48.
Brun MV, Oliveira ST, Messina SA, Stedite R, Oliveira RP. 2008.
Laparoscopic cystotomy for urolit removal in dogs: Three case reports. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia 60: 103-108.
Buffington CAT. 2011. Idiopathic cystitis in domestic cats-beyond the lower urinary tract. J Vet Intern Med. 25:784–796.
Capak D, Brkic A, Harapin I, Maticic D, Radisic B. 2001. Treatment of the foreign body induced occlusive ileus in dogs. Vet Arhiv 71(6): 345-359.
Eker T, Genc Y, Sevim Y, Cumaogullari O, Ozcelik M, Kocaay AF, Ensari CO, Pasaoglu OT. 2015. The effects of ventilation with high density oxygen on the strength of gastrointestinal anastomosis. Ann Surg Treat Res 89(1):17-22.
Erwin, Amiruddin, Rusli, Noviana D, Soesatyoratih RR, Fitri AD, Siallagan SF. 2018. Treatment of Duodenum Obstruction in Dogs: Case reports. Jurnal Veteriner. 19 (1):137-142.
153
Erwin, Gunanti, Handharyani E, Noviana D. 2016. Subjective and objective observation of skin graft recovery on Indonesian local cat with different periods of transplantation time. Vet World 9(5): 481-486. doi: 10.14202/vetworld.2016.481-486.
Erwin, Gunanti, Handharyani E, Noviana D. 2017. Blood profile of domestic cat (Felis catus) during skin graft recovery with different period. Jurnal Veteriner 18(1): 31-37. doi:
10.19087/jveteriner.2017.18.1.31.
Erwin, Noviana D, Gunanti, Putra, IGNAE. 2016. The Wound Healing of Lateral Thoracic Area with Skin Flap H-Plasty and Linear Closure. Jurnal Sain Veteriner. 34 (2):203-209.
Feeney DA, Jessen CR, Osborne CA. 1999. Imaging canine urocystoiths:
detection and prediction of mineral content. Veterinary Clinic of North America. Small Animal Practice. 29: 59-72.
Finck C, D’Anjou MA, Alexander K, Specchi S, Beauchamp G. 2014.
Radiographic diagnosis of mechanical obstruction in dogs based on relatif small intestinal external diameters. Vet Radiol Utrasound 55 (5): 472-479. doi: 10.1111/vru.12153.
Fossum TW. 2002. Small Animal Surgery. 2nd Ed. Mosby. St. Louis London, Philadelphia, Sydney.
Fromsa A, Saini NS, Rai TS. 2011. Diagnosis, prediction and mineral analysis of urolit in canines. Global Veterinaria. 7: 610-617.
Grimes JA, Schmiedt CW, Cornell KK, Radlinksy MA. 2011.
Identification of risk factors for septic peritonitis and failure to survive following gastrointestinal surgery in dogs. JAVMA 238(4):486-494.
Hostutler RA, Chew DJ, Dibartola SP. 2005. Recent concepts in the feline lower urinary tract disease. Veterinary Clinics of North America. Small Animal Practice. 35: 147-170.
Hugen S, Thomas RR, German AJ, Burgener IA, Mandigers PJ. 2016.
Gastric carcinoma in canines and humans, a review. Vet Comp Oncol. Doi: 10.1111/vco.12249.
Jones BR, Omodo-Eluk AJ, Larkin H, Rogers KD, Sperrin M. 2001.
Canine urolits: analysis of urolits from dogs in Ireland. Irish Veterinary Journal. 4: 629-632.
Koehler LA, Osborne CA, Buettner MT, Lulich JP, Behnke R. 2008.
Canine urolits: frequently asked questions and their answers.
Veterinary Clinics of North America. Small Animal Practice.
39: 161–181.
Kroner KT, Budgeon C, Colopy SA. 2016. Update on surgical principle and equipment. Vet. Clin North Am Exot Anim Pract. 19(1):13- 32. doi: 10.1016/j.cvex.2015.08.011.
Kroner KT, Budgeon C, Colopy SA. 2016. Update on surgical principle and equipment. Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 19: 13- 32.
Le Roux, AB, Granger LA, Wakamatsu N, Kearney MT, Gaschen L.
2016. Ex vivo correlation of ultrasonographic small intestinal wall layering with histology in dogs. Vet Radiol Ultrasound.
57(5):534-545.
Markwell PJ, Buffington CT, Smith BHE. 1998. The effect of diet on lower urinary tract diseases in cats. The Journal of Nutrition 128, 27535–27575.
Mckenzie B. 2010. Evaluating the benefits and risks of neutering dogs and cats. CAB Reviews: Perspective in Agriculture, Veterinary Science, Nutrition and Natural Resources 5, No. 045. doi:
10.1079/PAVSNNR20105045.
Monnet E. 2010. Principles of GI surgery. Proceedings veterinary continuing education. UBM Americas. Veterinary Brand, Washington.
Nash T. 2006. GI foreign body management.
https://www.banfield.com/getmedia/cca96081-517c-421c- a4bb-25ee2f68730e/2_7-GI-foreign-body-management.
Nelissen P, White D. 2014. Flaps and Graft. Dalam, Langley-Hobbs SJ, Demetriou JL, Ladlow JF (Editors). Textbook of Feline Soft Tissue and General Surgery. London. Saunders Elsivier. pp 195- 207.
Noviana D, Afidatunnisa K, Syafikriatillah AF, Ulum MF, Gunanti, Zaenab S. 2017. Diagnostic imaging and endoscopy of the schnauzer dog with upper gastrointestinal tract disorders.
Jurnal Kedokteran Hewan 11(1):1-5. doi:
10.21157/j.ked.hewan.v11i1.5446.
Noviana D, Aliambar SH, Ulum MF, Siswandi R. 2012. Diagnosis Ultrasonografi pada Hewan Kecil. IPB Press, Bogor.
Ogurtan Z, Gezici M, Kul M, Ceylan C, Alkan F. 2001. Compararative study of bursting and tensile strengths of digestive tract in the dog. Application to esophago-intestinal sutures. Revue Méd Vét 152(6); 491-494.
155
Osborne CA, Lulich JP, Polzin DJ, Sanderson SL, Koehler LA, Ulrich LK, Bird KA, Swanson LL, Pederson LA, Sudo SZ. 1999.
Analysis of 77,000 canine urolits: perspective from the Minnesota Urolit Center. Veterinary Clinic of North America.
Small Animal Practice. 29: 17-38.
Ross SJ, Osborne CA, Lekcharoensuk C, Koehler LA, Polzin DJ. 2007.
A case-control study of the effects of nephrolithiasis in cats with chronic kidney disease. Journal of the American Veterinary Medical Association. 230, 1854-1859.
Ruiz GC, Reyes-Gomez E, Hall EJ, Freiche, V. 2016. Comparison of 3 handling techniques for endoscopically obtained gastric and duodenal biopsy specimens: A prospective study in dogs and cats. J Vet Int Med 30(4):1014-1021.
Samal L, Pattanak AK, Mishra C, Maharana BR, Narayan L, Baithalu RK. 2011. Natural Strategies to prevent urolits in animals.
Veterinary World. 4: 142-144.
Smith AL, Wilson AP, Hardie RJ, Krick EL, Schmiedt CW. 2011.
Perioperative complications after full-thickness gastrointestinal surgery in cats with alimentary lymphoma. Vet Surg. 40(7):849- 852.
Tapia-Araya AE, Martin-Portuges IDG, Bermejo LF, Sanchez-Margallo FM. 2015. Laparoscopic ovariectomy in dogs: comparison between laparoendoscopic single-site and three-portal access. J Vet Sci 16(4): 525-530.
Tarvin KM, Twedt DC, Monnet E. 2016. Prospective controlled study of gastroesophageal reflux in dogs with naturally occurring laryngeal paralysis. Vet Surgery. 45(7):916-921.
Terragni R, Vignoli M, Van Bree HJ, Gaschen L, Saunders JH. 2014.
Diagnostic imaging and endoscopic finding in dogs and cats with gastric tumors: A review. Schweiz Arch Tierheilkd.
156(12):569-576.
Tilley L, Smith F. 2005. The 5-Minute Veterinary Consult. 2nd ed.
Williams & Wilkins, Baltimore, MD.
Tilley L, Smith F. 2005. The 5-Minute Veterinary Consult. 2nd ed.
Williams & Wilkins, Baltimore, MD.
Tim continuing professional development (CPD). 2016. Small animal anaesthesia. Rumah Sakit Hewan Pendidikan, Fakultas Kedokteran Hewan, Institut Pertanian Bogor, Bogor.
Tion MT, Dvorska J, Saganuwan SA. 2015. A review on urolitiasis in dog and cat. Bulgarian Jounal Veterinary Medicine. 18: 1-18.
Tobias KM. 2010. Manual of Small animal soft tissue surgery. Wiley- Blackwell, 2121 State Avenue, Ames, Iowa 50014-8300, USA Webb J. 2014. Gastrointestinal and esophageal foreign bodies in the dog
and cat. The RVT Journal 10:6-10.
Weese JS, Blondeau JM, Boothe D, Breitscwerdt EB, Guardabassi L, Hillier A, Lloyd DH, Papich MG, Rankin SC, Turnidge JD, Sykes JD. 2011. Antimicrobial use guidelines for treatment of urinary tract disease in dogs and cats: antimicrobial guidelines working group of the international society for companion animal infectious diseases. Veterinary Medicine International, Volume 2011, Article ID 263768, 9 pages.
doi:10.4061/2011/263768.
157
