BAB 1
PERSIAPAN DAN PENDAHULUAN
Fisiologi adalah ilmu yang mempelajari aktivitas fungsional normal tubuh, mempelajari sifat dan cara kerja berbagai unsur yang membangun tubuh hewan maupun manusia sehingga merupakan suatu kesatuan kerja sistem. Dalam fisiologi dibahas sifat dan cara kerja berbagai sistem dalam tubuh maupun sifat dan cara kerja antar sistem tersebut.
Dalam buku penunutun ini dicantumkan tujuan dan dasar teori untuk tiap topik praktikum. Dengan mempelajari bagian ini sebelum praktikum, praktikan mempersiapkan dirinya untuk suatu pengalaman praktis menguji coba konsep yang dijelaskan dalam tujuan dan dasar teori tersebut. Sehingga diharapkan praktikan dapat menghayati praktikum tersebut secara utuh.
Sebelum melakukan praktikum, praktikan diharapkan telah mengerti dasar teori percobaan yang akan dilakukan, dengan demikian setiap tindakan/ perlakuan atau prosedur yang diperlukan dalam praktikum diketahui maksudnya. Demikian pula, maksud dicantumkannya tujuan praktikum ialah agar praktikan dapat mengukur dirinya sendiri, apakah tujuan praktikum tersebut sudah dicapai, apakah ia telah berhasil mengungkapkan sesuatu dari praktikum yang baru diselesaikan tadi, atau tidak.
A. TATA TERTIB PRAKTIKUM
a. Kehadiran
Praktikum wajib diikuti setiap mahasiswa yang mengambil mata kuliah Fisiologi Veteriner I (AFF 225).
Praktikum dilakukan tepat waktu (sesuai dengan jadwal) Kehadiran praktikum mutlak 100%.
Mahasiswa tidak boleh terlambat dan harus hadir di Ruang Laboratorium yang sesuai dengan jadwal, minimal 5 menit sebelum praktikum dimulai.
Pada setiap kehadiran praktikum mahasiswa wajib mengisi kartu hadir dan menandatanganinya di kolom yang disediakan serta
menandatangani daftar hadir. Setelah diisi, kartu hadir disimpan kembali di laboratorium.
Bagi yang tidak dapat hadir praktikum karena alasan resmi (ada surat resmi), harap menyerahkan surat resmi kepada koordinator mata kuliah.
Bagi yang tidak hadir pada waktu praktikum yang telah ditentukan, maka yang bersangkutan tidak mendapatkan nilai praktikum pada praktikum tersebut.
b. Tata tertib di dalam ruangan praktikum.
Selama kegiatan praktikum wajib memakai jas praktikum.
Setiap kali akan praktikum, kelompok praktikum menyerahkan draf laporan (laporan sementara) yang memuat tentang judul, pendahuluan, bahan dan alat serta metoda/prosedur kerja (satu laporan sementara untuk tiap kelompok praktikum) sebagai tanda masuk untuk dapat mengikuti praktikum.
Sebelum menggunakan alat, wakil kelompok menandatangani lembar peminjaman yang telah disediakan yang berisi tentang peminjaman alat dan kondisi awal alat sebelum digunakan.
Setelah selesai praktikum, mahasiswa wajib membersihkan peralatan yang digunakan, menyimpan alat-alat ke tempat semula dan menandatangani lembar peminjaman yang telah disediakan.
Apabila terjadi kerusakan alat (pecah atau kerusakan lainnya ) maka wajib melaporkan dan mengganti alat yang dirusakkan tersebut sebelum akhir semester berjalan.
Dilarang makan, minum dan menggunakan telepon genggam di dalam ruang praktikum.
Dilarang meninggalkan ruang praktikum tanpa seijin dosen yang bertugas dan dilarang melakukan kegiatan lain selama praktikum Disarankan membawa lap//serbet untuk keperluan sendiri.
c. Laporan praktikum.
Setiap kali selesai praktikum, kelompok mahasiswa melaporkan dan mengkonsultasikan hasil/data yang didapatkan selama praktikum kepada dosen penanggung jawab praktikum dengan dihadiri oleh semua anggota kelompok praktikum. Dosen akan memberi paraf pada laporan/data sementara tersebut.
Laporan praktikum lengkap (judul, pendahuluan, bahan dan alat, metoda, hasil dan pembahasan, daftar pustaka serta dilampirkan bukti data / hasil praktikum yang telah diparaf oleh dosen) diserahkan satu minggu setelah selesai praktikum. Keterlambatan pengumpulan laporan praktikum dari waktu yang telah ditentukan akan mendapatkan konsekuensi pengurangan nilai
d. Umum
Mahasiswa diwajibkan mengikuti cara berbusana (pakaian dan sepatu ) sesuai dengan aturan yang ada pada SK Rektor no. 2010 .
Format halaman judul:
Tanggal Praktikum :... Dosen Pembimbing :... Kelompok Praktikum :...
JUDUL MATERI/TOPIK PRAKTIKUM (lihat jadwal) Anggota kelompok:
1. Nama (NIM...) ...(tanda tangan) 2. Nama (NIM...) ...(tanda tangan) 3. Nama (NIM...) ...(tanda tangan) 4. Nama (NIM...) ...(tanda tangan) 5. Nama (NIM...) ...(tanda tangan) 6. Nama (NIM...) ...(tanda tangan) (Beri bintang pada nama yang mengetik laporan praktikum)
Logo IPB
B. LARUTAN FISIOLOGIS.
Untuk memelihara kelangsungan hidup jaringan di luari tubuh, diperlukan larutan yang mengandung anion-anion dan kation-kation yang sama dengan kadar yang sama, seperti yang terdapat dalam plasma darah dan cairan interstisial. Sebagai pengganti cairan interstisial dalam percobaan-percobaan fisiologi digunakan larutan yang dinamakan Larutan Garam Faali.
Yang termasuk larutan garam faali adalah :
1. Larutan 0.9% NaCl untuk mamalia; atau 0.65% NaCl untuk hewan berdarah dingin (katak, kura-kura dan lain- lain) dan 0,80% untuk aves.
2. Larutan Ringer.
3. Larutan Locke untuk usus. 4. Larutan Tyrode.
Larutan Ringer biasanya untuk hewan berdarah dingin seperti katak, kura-kura dan lain sebagainya, sedangkan untuk hewan berdarah panas (kelinci, kucing, anjing dan lain-lain) dipakai larutan 0.9% NaCl, larutan Locke dan larutan Tyrode.
Susunan larutan-larutan garam faali yang sering dipakai adalah sebagai berikut :
0.9% Ringer Locke Tyrode
Air (sampai) 100.0 100.0 100.0 100.0 NaCl 0.9 0.65 0.9 0.8 KCl - 0.14 0.042 0.02 CaCl2 - 0.012 0.024 0.02 NaH2PO4 - 0.001 - 0.005 NaHCO3 - 0.02 0.01-0.03 0.1 MgCl - - - 0.01 Glukosa - 0.2 0.1-0.25 0.1
C. LARUTAN YANG DIPAKAI DALAM PRAKTIKUM FISIOLOGI 1. NaCl 0.65% (untuk Amphibia)
Yang berarti 0.65 gram NaCl dalam 100 ml aqudes
2. NaCl 0.85% (untuk Aves)
Yang berarti 0.85 gram NaCl dalam 100 ml aquades
3. NaCl 0.9% (untuk Mamalia)
Yang berarti 0.9 gram NaCl dalam 100 ml aquades
4. RINGER ( untuk Amphibia pada praktikum jantung) NaCl 6.5 gram
KCl 0.14 gram + Aquades 700 ml CaCl2 0.12 gram [ Larutan I ]
NaHCO3 0.20 gram + Aquades 300 ml NaHPO4 0.01 gram [ Larutan II ]
Tuangkan larutan II kedalam larutan I dan kocok hingga rata.
5. TYRODE ( untuk praktikum usus ) Resep untuk 12 liter TYRODE NaCl 96 gram
KCl 2.40 gram + Aquades 3 liter CaCl2 2.40 gram [ Larutan I ] MgCl2 1.20 gram
NaHCO3 12.0 gram + Aquades 3 liter NaH2PO4 0.6 gram [ Larutan II ]
Tuangkan Larutan II kedalam Larutan I kemudian kocok hingga rata, sedangkan Larutan III dicampurkan sesaat sebelum dipakai.
6. HAYEM ( larutan pengencer untuk Eritrosit pada mamalia ) Na2SO4 2.5 gram
NaCl 0.5 gram + Aquades 100 ml HgCl2 0.25 gram
7. Larutan pengencer untuk Leukosit
a. Larutan TURK : Asam acetat glacial 3 ml + Aquades 100 ml Gentian violet (1%) 1 ml
b. Asam acetat 2% c. Hydro chloric acid 1% d. Khusus untuk Aves :
Wintrobe untuk leucocyt ayam REES & ECKER
Sodium citrat 3.8 gram
Neutral formalin 0.2 gram + Aquades 100 ml Brilliant Cresyl Blue 0.03 gram
8. HCl pekat 36% ± 10 N ( stock I )
HCl 1N : 1 ml HCl stock I + 9 ml aquades ( stock II ) HCl 0.1 : 1 ml HCl stock II + 9 ml aquades
9. Paraformaldehide 4% ( Trioxymethylene) = Formalin 10%
600 ml dipanaskan sampai 70 0C +
40 gr Paraformaldehide aduk + NaOH 1 N (untuk menetralkan) jernih cek pH
+
400 ml
10. Formal Saline ( untuk pengencer sperma tikus ) NaHPO4.2H2O 6.19 gram
KH2PO4 2.54 gram + Ad aquades 1000 ml Formalin 37% 125 ml
NaCl 5.41 gram
11. Pewarna Giemsa :
Stock solution: Campur 1 gram Giemsa bubuk dan 66 ml glycerin, masukkan kedalam oven 55-60 ºC atau dalam penanggas air selama ½ - 1 jam, dinginkan dan kemudian tambahkan 66 ml methylalkohol absolute. Stok solution ini dapat disimpan sampai 3 bulan lamanya.
12. BNF ( Buffer Normal Formalin ) NaH2PO4.12H2O 80 gram
Na2HPO4. 2H2O 163 gram Larutan I
Aquades 2 liter
Larutan I + II
Aquades 16 liter Larutan II
Formalin 37%-40% 2 liter
13. Larutan pengencer RETIKULOSIT
a. Brilliant Crecyl Blue 1 gram NaCl 0.85% 100 ml Natrium Citrat 3.8 gram 1 liter NaCl Fisiologis 0.9%
b. Larutan zat warna NEW METHYLENE BLUE N
NaCl 0.8 gram
Potasium Oxalate 1.4 gram + Aquades 100 ml New Methylene Bllue 3.8 gram
Cara pemakaian : 1 tetes darah + 1 tetes larutan zat warna tersebut diatas diteteskan pada objek glass kemudian dibuat seperti membuat preparat ulas.
14. Larutan pengencer Thrombocyt ( keping – keping darah )
Sodium citrate 3.8 gram
Brilliant Crecyl Blue 0.1 gram + Aquades 100 ml
Formalin 40% 0.2 ml ( biarkan semalam dan saring )
15. HEPARIN ( Konjungasi polysakarida natural antikoagulan ) 0.2 mg HEPARIN/ 100 ml darah
Atau 1 mg Heparin untuk : 100 – 500 ml darah pada 0ºC 10 – 20 ml pada temperatur kamar
1 unit HEPARIN ± 0.01 mg Sodium Heparin ( transfuse atau analisa )
16. GIEMSA: untuk penentuan differensiasi leukosit. 15 ml Giemsa stock + 85 ml Aquades
Preparat ulas setealah difiksasi dalam methanol (75%) 5 menit kemudian direndam dalam Giemsa 1 ½ : 8 ½ selama 30 menit. Dicuci dengan air kran yang mengalir dengan tujuan untuk menghilangkan zat warna yang berlebihan.
D. TEKNIK MEMEGANG HEWAN LABORATORIUM
Mencit dan tikus
Cara memegang hewan percobaan ini adalah sama yaitu dengan cara memegang setengah bagian dari pangkal ekor dan hindarkan untuk memegang pada ujung ekor. Agar tidak bergerak, maka hewan ini diletakkan di tempat yang kasar, misalnya tutup kandang, kemudian lipatan kulit tengkuk dipegang diantara jari telunjuk dan ibu jari. Pada saat yang bersamaan ekor dipegang dengan jari kelingking pada tangan yang sama. Dengan cara ini, maka mencit dan tikus dapat dikuasai, diperiksa maupun dilakukan pengambilan darah intrakardial dengan mudah dan aman.
Bila peneliti memerlukan kondisi hewan ini harus tenang dan tidak berontak sehingga mudah dilakukan pemeriksaan ataupun pengambilan darah, maka perlu dilakukan tindakan anesthesia. Yang umum digunakan untuk anesthesia pada hewan ini adalah menggunakan eter. Cara melakukannya sangat sederhana, yaitu hewan dimasukkan ke dalam botol toples, kemudian dimasukkan ke dalam botol selanjutnya botol segera ditutup rapat sampai hewan tampak terkulai lemas ( kira-kira 30-90 detik ).
Kelinci
Cara memegang kelinci harus erat dan hati-hati karena kelinci sering berontak bila tidak merasa aman dan nyaman. Kelinci yang masih muda dapat dipegang langsung pada pinggangnya erat-erat. Kelinci dewasa dipegang dengan cara memegang kulit bagian kuduk erat-erat dengan tangan kanan dan pada saat yang bersamaan tangan bagian kiri menyangga badan. Perlu diperhatikan bahwa arah kaki kelinci harus menjauhi badan pemegang. Ini mencegah kelinci mencakar dengan kaki belakang. Untuk pengambilan sample darah pada vena atau arteri bagian telinga, maka sebaiknya kelinci dimasukkan pada kandang jepit kecil. Kandang ini sempit sekali sehingga kelinci di dalamnya tidak dapat bergerak. Pada tempat bagian kepala dilengkapi dengan lubang yang ukurannya hanya sebesar leher kelinci, sehingga melalui lubang ini leher kelinci terjepit dan kepala tidak mampu bergerak dan pengambilan darah pada telinga juga mudah dilakukan.
E. TEKNIK PENGAMBILAN SAMPEL DARAH
Hewan Metode
Mencit Memotong ujung ekor (volume darah yang di dapat tidak banyak)
Sinus orbitalis (volume darah cukup banyak)
Dibunuh dengan cara dekapitasi (memenggal kepala) Intrakardial, jarum langsung masuk ke jantung
Tikus Memotong ujung ekor (volume darah yang didapat tidak banyak)
Vena lateralis pada ekor (volume darah cukup banyak) Dibunuh dengan cara dekapitasi (memenggal kepala) Intrakardial, jarum langsung masuk ke jantung
Kelinci Umumnya di vena atau arteri yang ada di daun telinga (V.
lateralis = v. auricularis marginale telinga atau A. centralis
telinga)
Intrakardial, jarum langsung masuk ke jantung
