49
5
50
diimplementasikan sebagai komponen kunci dari program pengendalian negeri di banyak negara malaria di dunia.
Kata kunci : Malaria, Plasmodium falciparum, Polymerase Chain Reaction
Pendahuluan
Plasmodium falciparum malaria tetap menjadi salah satu dari tiga penyebab-patogen tertentu yang paling penting dari kematian manusia di dunia saat ini. 1998 Laporan Kesehatan Dunia menyatakan bahwa ada kasus sekarang lebih malaria di dunia, mungkin 300-500000000 per tahun (meremehkan utama dalam pikiran banyak) daripada ada pada tahun 1954 (kemudian diperkirakan 250 juta). Lebih penting lagi, jumlah kematian tahunan akibat malaria, diperkirakan antara 1,5 dan 2,7 juta pada tahun 1997, tampaknya tetap stabil atau bahkan meningkat selama periode ini. Masalah malaria telah diperburuk dalam beberapa tahun terakhir oleh pengembangan dan penyebaran cepat resistensi di P.
falciparum terhadap obat antimalaria yang lebih umum digunakan dan terjangkau. Resistensi klorokuin, yang pertama kali muncul di Afrika Timur pada akhir 1970-an, kini telah menyebar di sebagian besar benua, dan ketahanan terhadap pirimetamin-sulfadoksin (Fansidar) telah mengikuti dengan cepat. Munculnya resistensi insektisida di vektor malaria di Afrika (lihat di bawah) mengancam untuk memperburuk lebih lanjut masalah.
Identifikasi spesies vektor
Jumlah vektor malaria yang merupakan anggota dari kompleks tersebut terus meningkat sebagai penduduk vektor lebih tunduk pada
51
analisis populasi hati (lihat di bawah), menunjukkan bahwa banyak literatur ilmiah yang menjelaskan ekologi vektor malaria dan keterlibatan mereka dalam transmisi untuk
Tes hibridisasi. Sebagian besar tes DNA pertama berdasarkan untuk mengidentifikasi spesies samar (mengabaikan untuk analisis diskusi ini struktur kromosom) didasarkan pada hibridisasi tes yang terdeteksi spesies-spesifik perbedaan dalam urutan yang sangat berulang.
Metode polymerase chain reaction. Dengan pengembangan dan penyempurnaan dari polymerase chain reaction (PCR) teknologi di tahun 1980 pertengahan dan akhir, tes PCR berbasis menjadi lebih populer.
Meskipun secara acak diperkuat polimorfik DNA-PCR telah digunakan dalam identifikasi spesies Anopheles, tes PCR spesies-diagnostik lebih sering ditargetkan pada daerah-daerah tertentu dari keluarga gen berulang, seperti DNA ribosom (rDNA) yang ditemukan
berbeda antara spesies samar.
PCR amplifikasi daerah dari rDNA, diikuti oleh enzim restriksi pencernaan atau dengan untai DNA tunggal polimorfisme konformasi juga telah digunakan untuk mengembangkan tes untuk bentuk kromosom yang berbeda dari A. gambiae, kompleks punctulatus A., kelompok funestus A. dan A . Kelompok minimus. Meskipun kedua pendekatan ini secara teknis sedikit lebih rumit daripada sederhana rDNA-PCR (untai DNA terutama tunggal polimorfisme konformasi), mereka menawarkan beberapa keuntungan, yang paling penting adalah bahwa sequencing tidak prasyarat untuk assay pembangunan. Karena sekuensing tidak diperlukan, alat tes dapat digunakan sebagai alat skrining populasi untuk survei untuk variasi yang mungkin menjadi indikasi keberadaan spesies samar.
52 Resistensi insektisida
Insektisida memainkan peran sentral dalam mengendalikan vektor nyamuk malaria dan akan terus melakukannya di masa mendatang.
Namun, penggunaan mana-mana sejumlah insektisida bagi hama pertanian dan vektor penyakit manusia telah menyebabkan resistensi insektisida. Kontrol kimia dari vektor nyamuk malaria dapat menargetkan tahap larva atau orang dewasa dari siklus hidup nyamuk.
Jadi yang paling upaya pengendalian vektor menargetkan nyamuk dewasa, baik dengan penyemprotan residual dalam ruangan dengan insektisida atau dengan menggunakan kelambu insektisida-diresapi dan tirai.
Jenis insektisida. Insektisida utama yang digunakan untuk dalam ruangan rumah penyemprotan yang dichlorodiphenyltricholoroethane (DDT), piretroid sintetis dan, pada tingkat lebih rendah, malathion.
Rumah penyemprotan dengan DDT mencapai sukses spektakuler dalam mengurangi kejadian malaria di daerah besar Asia tropis dan Amerika Latin dan di beberapa negara Afrika selama 1950-an dan 1960-an, dan kontrol sukses isstill dicapai dengan metode ini di berbagai daerah saat ini.
Deteksi PCR mutasi resistansi terkait. Tes PCR diagnostik telah dikembangkan untuk mendeteksi mutasi resistansi terkait di situs target kelas insektisida lainnya. Misalnya, substitusi asam amino tunggal dalam hasil reseptor asam γ-aminobutyric serangga dalam perlawanan terhadap cyclodiene insektisida di banyak spesies serangga. Sebuah uji PCR dikembangkan untuk mendeteksi mutasi ini telah berhasil disesuaikan untuk mendeteksi mutan Anopheles-g aminobutyric acid alel.
53
Resistensi metabolisme. Resistensi metabolisme untuk DDT dan piretroid di vektor malaria secara luas dilaporkan namun kurang dipahami. Hal ini terutama karena tiga keluarga enzim utama, sitokrom P-450s, glutathione S-transferase dan esterase, yang bertanggung jawab untuk sebagian besar metabolisme insektisida pada serangga masing-masing terdiri dari banyak enzim dengan tumpang tindih sifat fisik dan katalitik, dan persiapan murni individu enzim bisa sulit untuk mendapatkan.
Dasar molekul resistensi. Karakterisasi dasar molekul resistensi terhadap insektisida sangat penting untuk memaksimalkan efektivitas insektisida saat ini tersedia dalam program pengendalian malaria. Secara tradisional, deteksi resistensi didasarkan pada tes kerentanan insektisida di mana serangga terkena kertas diresapi dengan konsentrasi diskriminatif insektisida untuk waktu yang tetap. Perkembangan serangkaian biokimia tes untuk mekanisme ketahanan umum telah memungkinkan nyamuk individu yang akan diuji untuk berbagai mekanisme perlawanan.
Tes PCR spesifik alel. Tes PCR-alel spesifik telah dikembangkan untuk mendeteksi beberapa alel resistensi seperti dijelaskan di atas. Tes ini tidak mudah disesuaikan untuk aplikasi lapangan sebagai bioassay, tetapi mereka memiliki keuntungan mendeteksi heterozigot, yang mungkin terlewatkan oleh pengukuran fenotipe. Deteksi PCR memungkinkan alel resistensi terhadap ditelusuri karena mereka menyebar melalui populasi.
Genetika populasi vektor
Banyak spesies vektor malaria memiliki kromosom polytene baik baik dalam kelenjar ludah larva instar keempat atau di sel perawat ovarium, dan karena inversi paracentric polimorfik relatif umum di
54
Anopheles, kromosom ini telah banyak dipelajari pada tingkat populasi.
Beberapa penelitian yang sangat baik juga mengandalkan isoenzim polimorfik sebagai penanda.
Kesimpulan
Kemajuan diterapkan penting dalam penelitian telah dilakukan di bidang Anopheles identifikasi spesies, penentuan dasar molekul berbagai jenis resistensi insektisida dan pemahaman fenomena genetik populasi seperti ukuran Deme, aliran gen, ukuran populasi efektif dan dalam-takson struktur populasi menunjukkan adanya spesies yang muncul atau samar. Dengan penyebaran di seluruh dunia yang cepat resistensi parasit terhadap lebih terjangkau dan sebelumnya antimalaria banyak digunakan seperti klorokuin, komunitas pengendalian malaria telah kembali ke strategi berdasarkan insektisida, terutama penggunaan kelambu diresapi dengan insektisida piretroid. Bahkan, program untuk kelambu insektisida-diresapi sekarang sedang diimplementasikan sebagai komponen kunci dari program pengendalian negeri di banyak negara malaria di dunia.
Daftar Pustaka
1. The world health report 1998. Life in the 21st century: a vision for all. Geneva, World Health Organization, 1998.
2. 40. Green CA. Malaria epidemiology and anopheline cytogenetics. In: Pal R, Kitzmiller JB, Kanda T, eds. Cytogenetics and genetics of vectors. Amsterdam, Elsevier Biomedical Press,1981.
3. 41. Gale KR, Crampton JM. DNA probes for species identification of mosquitoes of the Anopheles gambiae complex.
Medical and Veterinary Entomology, 1987, 1: 127–136.
4. Gale KR, Crampton JM. Isolation of a DNA probe to distinguish the species Anopheles quadriannulatus from other species of the Anopheles gambiae complex. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene , 1987, 81: 842–846.
55
5. Gale KR, Crampton JM. Use of a male-specific DNA probe to distinguish female mosquitoes of the Anopheles gambiae species complex. Medical and Veterinary Entomology, 1988, 2: 77–79.
6. Panyim S et al. Identification of isomorphic malaria vectors using a DNA probe. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene , 1988, 38: 47–49.
7. Cooper L, Cooper RD, Burkot TR. The Anopheles punctulatus complex: DNA probes for identifying the Australian species using isotopic, chromogenic, and chemiluminescence detection systems. Experimental Parasitology, 1991, 73: 27–35.
8. Beebe NWet al. DNA probes for identifying the members of the Anopheles punctulatus complex in Papua New Guinea. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene , 1994, 50: 229–234.
9. Beebe NW, Saul A. Discrimination of all members of the Anopheles punctulatus complex by polymerase chain reaction-restriction fragment length polymorphism analysis. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, 1995, 53: 478–481.
10. Wilkerson RC, Gaffigan TV, Bento Lima J. Identification of species related to Anopheles (Nyssorhynchus) albitarsis by random amplified polymorphic DNA-polymerase chain reaction (Diptera: Culicidae). Memorias do Instituto Oswaldo Cruz, 1995, 90: 721–732.
11. Wilkerson RC et al. Random amplified polymorphic DNA (RAPD) markers readily distinguish cryptic mosquito species (Diptera: Culicidae: Anopheles). Insect Molecular Biology, 1993, 1: 205–211.
12. Wilkerson RC et al. Diagnosis by random amplified polymorphic DNA polymerase chain reaction of four cryptic species related to Anopheles (Nyssorhynchus) albitarsis (Diptera: Culicidae) from Paraguay, Argentina, and Brazil. Journal of Medical Entomology, 1995, 32: 697–704.
13. Favia G, Louis C. Molecular identification of chromosomal forms of Anopheles gambiae sensu stricto. Parassitologia, 1999, 41:
115–118.
14. Beebe NW, Saul A. Discrimination of all members of the Anopheles punctulatus complex by polymerase chain reaction and restriction fragment length polymorphism analysis. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene , 1995, 53: 478–481.
15. Koekemoer LL et al. Single-strand conformation polymorphism analysis for identification of four members of the Anopheles
56
funestus (Diptera: Culicidae) group. Journal of Medical Entomology , 1999, 36: 125–130.
16. Sharpe RG et al. PCR-based methods for identification of species of the Anopheles minimus group: allele-specific amplification and single-strand conformation polymorphism. Medical and Veterinary Entomology, 1999, 13: 265–273.
17. Vector resistance to pesticides. Fifteenth Report of the Expert Committee on Vector Biology and Control. Geneva, World Health Organization, 1992 (WHO Technical Report Series, No.
818).
18. Cohen S, ed. Malaria. British Medical Bulletin, 1982, 38:115–218 19. Ffrench-Constant RH, Steichen JC, Shotkoski F. Polymerase chain reaction diagnostic for cyclodiene insecticide resistance in the mosquito Aedes aegypti. Medical and Veterinary Entomology , 1994, 8: 99–100.
20. Ffrench-Constant RH et al. Cyclodiene insecticide resistance:
from molecular to population genetics. Annual Review of Entomology , 2000, 48: 449–466.
57