BAB II TINJAUAN PUSTAKA
3.3. Prosedur Kerja
3.3.9. Pengukuran pH Medium
Supernatan dari masing-masing perlakuan diukur nilai pH-nya menggunakan pH meter. Pengukuran dilakukan setiap pencuplikan pada hari ke-0, 1, 3, 6, 9 dan 13.
3.3.10 Analisis Kadar Protein Ekstraseluler Metode Lowry
Sampel supernatan sebanyak 0,5 ml ditambahkan 2,5 ml larutan Lowry 1 (lampiran 4) dan diinkubasi pada suhu ruang selama 10 menit. Kemudian ditambahkan 0,25 mL larutan Lowry II (lampiran 4), divorteks dan diinkubasi
21
pada suhu ruang selama 30 menit. Kemudian dilakukan pengukuran dengan spektrofotometer UV-vis pada panjang gelombang 750 nm dan dibandingkan dengan larutan standar Bovine Serum Albumin (BSA).
3.3.11 Analisis Kadar Glukosa Metode Nelson Somogyi
Pengukuran kadar gula reduksi dilakukan berdasarkan metode Nelson Somogyi (Sudarmaji dkk., 1984) yaitu 2 gr sampel yang telah dihidrolisis asam maupun hidrolisis enzimatik yang telah diberi perlakuan awal, disaring dengan kertas saring, lalu filtrat yang dihasilkan dilakukan pengujian kadar gula reduksi.
Sebanyak 1 ml filtrat yang telah diencerkan dicampur dengan 1 ml larutan reagen Nelson, dipanaskan selama 20 menit sampai mendidih, didinginkan, ditambahkan 1ml larutan arsen, dilakukan pengadukan dan ditambah dengan 7 ml air destilat.
Selanjutnya dilakukan pengukuran dengan Spektrofotometer dengan panjang gelombang 540 nm untuk mendapatkan nilai absorbansi.
3.3.12 Karakterisasi Enzim Ekstraseluler dengan Elektroforesis SDS-PAGE Karakterisasi enzim ekstraseluler dilakukan melalui elektroforesis dengan menggunakan SDS-PAGE. Menurut Laemli (1970) tahapan kerja elektroforesis yang dilakukan antara lain:
1. Preparasi sampel
Sebanyak 30 µl supernatan ditambahkan 50 µl buffer sampel lalu dipanaskan pada suhu 95 °C selama 10 menit. Kemudian sampel disentrifugasi 6000 rpm selama 10 menit.
2. Preparasi gel elektroforesis a. Resolving gel (10%)
Sebanyak 3,3 ml Acrylamid 30 % dicampurkan dengan resolving gel buffer (1,5 Tris-HCl, pH 8,8) sebanyak 2,5 ml, kemudian akuabides 4,1 ml, SDS
20 % sebanyak 0,05 ml, amonium persulfate (APS) 10 % sebanyak 0,05 ml dan TEMED 0,005 ml.
b. Stacking gel (4%)
Sebanyak 0,67 ml Acrylamid 30 % dicampurkan dengan separating gel buffer (0,5 Tris-HCl, pH 6,8) sebanyak 1,25 ml kemudian akuabides 3,075 ml,
SDS 0,025 ml, amonium persulfate (APS) 0,025 ml dan TEMED 0,005 ml.
3. Proses Elektroforesis
Setelah resolving gel dibuat, kemudian dimasukkan sedikit demi sedikit ke dalam alat elektroforesis dengan mikropipet, lalu ditambahkan akuades untuk meratakan resolving gel tersebut. Setelah resolving gel membeku, akuades dibuang dan dimasukkan stacking gel sedikit demi sedikit, lalu dipasang sisir pembentuk kolom dan dibiarkan hingga stacking gel membeku kemudian sisir diangkat.
Sebanyak 600 ml larutan running buffer dimasukkan dalam tangki elektroforesis. Kemudian sampel dan marker protein masing-masing sebanyak 10 µl dan 5 µl dimasukkan ke dalam kolom gel yang sudah terbentuk lalu dielektroforesis dengan kecepatan 200 Volt dan kuat arus 40 mA selama ± 45 menit atau hingga warna biru (Bromtimol Blue) sebagai penanda pada sampel mencapai batas bawah gel.
23
Gel diangkat lalu diwarnai dengan coomassie brilliant blue staining R-250 kurang lebih selama 1 jam. Gel dicuci dengan larutan destain solution coomassie R-250 kurang lebih selama 24 jam. Selanjutnya hasil pencucian discan dan dianalisis menggunakan Lab Image 1 D untuk diketahui berat molekulnya.
3.3.13 Analisis Degradasi Hemiselulosa, Lignin, dan Selulosa (Metode Chesson)
a. Kadar Hemiselulosa
Pengukuran kadar hemiselulosa dianalisis dengan metode Chesson (Datta, 1981) yaitu sebanyak 1-2 gr sampel dicampur dengan 150 ml air destilat, dipanaskan pada suhu 100 ºC selama 2 jam, difiltrasi dengan kertas saring dan terakhir dibilas dengan air destilat, bagian padat dikeringkan dalam oven pada suhu 105 ºC sampai konstan dan ditimbang beratnya (a). Selanjutnya sampel dicampur dengan 150 ml larutan H2SO4 1 N, dipanaskan pada suhu 100 ºC selama 1 jam, difiltrasi dengan kertas saring dan terakhir dibilas dengan air destilat.
Kemudian bagian padat dikeringkan dalam oven pada suhu 105 ºC sampai konstan dan ditimbang beratnya (b).
b. Kadar Selulosa
Pengukuran kadar selulosa dianalisis dengan metode Chesson (Datta, 1981) yaitu sampel yang telah dikeringkan pada analisis hemiselulosa (b) dicampur dengan larutan H2SO4 72 % sebanyak 10 ml, dilakukan perendaman selama 4 jam, lalu dicampur dengan 150 ml larutan H2SO4 1 N, dipanaskan pada suhu 100 ºC selama 2 jam, difiltrasi dengan kertas saring dan terakhir dibilas
dengan air destilat. Kemudian bagian padat dikeringkan dalam oven pada suhu 105 ºC sampai konstan dan ditimbang beratnya (c).
Kadar hemiselulosa = X 100 %
c. Kadar Lignin
Pengukuran kadar lignin dianalisis dengan metode Chesson (Datta, 1981), yaitu sampel yang telah dikeringkan pada analisis selulosa (c), selanjutnya dipanaskan pada suhu 600 ºC selama 4-6 jam lalu ditimbang beratnya (d).
Kadar lignin = X 100 %
3.3.14 Analisis Data
Data yang telah didapat dari pengukuran pH medium, kadar protein dan kolonisasi dianalisis secara deskriptif dengan Ms. Excel 2007. Analisis hasil elektroforesis dengan Lab Image 1 D untuk menentukan nilai RF (Retensi Faktor) sebagai representasi dari profil protein yang dihasilkan dan berat molekulnya.
25 BAB IV
HASIL DAN PEMBAHASAN
4.1. Pertumbuhan Kapang Phanerochaete chrysosporium pada Permukaan Media Saboraud Dextrose Agar (SDA)
Pertumbuhan kapang P. chrysosporium hasil iradiasi gamma pada media SDA menunjukkan hasil yang berbeda (Gambar 7). Pertumbuhan kapang hasil iradiasi lebih baik dibandingkan kontrol. Pertumbuhan kapang terbaik terjadi pada dosis 40 Gy, kemudian diikuti oleh dosis 20 Gy, 10 Gy, dan 0 Gy (kontrol). Persentase pertumbuhan miselia kapang dosis 0 Gy, 10 Gy, 20 Gy, dan 40 Gy masing-masing sebesar 10,5 %, 24,5 %, 48,9 %, dan 70 %. Hal ini menunjukkan bahwa pertumbuhan kapang sebanding dengan meningkatnya dosis iradiasi.
Gambar 7. Pertumbuhan miselia kapang Phanerochaete chrysosporium pasca iradiasi dalam media SDA setelah inkubasi hari ke-7 pada suhu ruang.
Perlakuan dosis 40 Gy menunjukkan miselia kapang P. chrysosporium mampu tumbuh dengan baik, dengan persentase pertumbuhan miselia sebesar 70 %.
Hal ini didukung pengamatan makroskopis (lampiran 8) pertumbuhan miselia kapang hampir menutupi seluruh permukaan media SDA. Menurut Alexopoulus dkk. (1996) kapang P. chrysosporium memiliki tipe pertumbuhan ekstensif selama substrat masih tersedia. Sel-sel hifa pada bagian ujung miselium merupakan sel-sel yang memiliki tingkat metabolisme tinggi. Sel-sel tersebut mensekresikan enzim dan polimer untuk pertumbuhan ujung-ujung hifa. Pertumbuhan kapang P. chrysosporium pada media SDA diduga dipengaruhi oleh efek iradiasi yang terjadi pada sel kapang yang dapat menyebabkan mutasi. Crowder (1986) melaporkan bahwa iradiasi sinar gamma menembus bagian tertentu dari gen dapat menyebabkan perubahan susunan basa nitrogen pada DNA. Frekuensi mutasi berbanding lurus dengan dosis radiasi sinar gamma. Perubahan untaian DNA akan menyebabkan fenotip pada kapang berubah.
4.2. Pertumbuhan Kapang Phanerochaete chrysosporium pada Media Jerami Padi
4.2.1. Kolonisasi Kapang Phanerochaete chrysosporium pada Media Jerami Padi Kapang P. chrysosporium hasil perlakuan iradiasi gamma dapat tumbuh pada substrat jerami padi (Gambar 8). Hal ini ditandai dengan adanya kolonisasi berupa terselimutinya substrat jerami padi oleh miselia kapang P. chrysosporium. Hasil pengamatan memperlihatkan kolonisasi miselia kapang P. chrysosporium dalam substrat jerami padi berbeda pada setiap dosis perlakuan.
27
Spora-spora kapang P. chrysosporium terlihat bergerminasi setelah hari ke-1 inkubasi. Hal ini ditandai dengan memanjangnya sel spora. Germinasi ini terjadi karena sel spora memanfaatkan nutrien sederhana yang ditambahkan ke dalam media berupa dekstrosa. Pemberian medium dekstrosa pada media merupakan sumber karbon yang dapat membantu dalam proses degradasi jerami padi guna memberikan energi awal untuk kapang agar dapat menggunakan substrat jerami padi pada proses selanjutnya. Hasil penelitian yang telah dilakukan oleh Liu dan Orskov (2000), didapatkan hasil bahwa pertumbuhan kapang dapat dipacu dengan pemberian medium yang mengandung gula sehingga jerami padi dapat terdegradasi.
Waktu (Hari ke-)
0 Gy 10 Gy 20 Gy 40 Gy
0
1
3
6
9
13
Gambar 8. Kolonisasi P. chrysosporium dalam media jerami padi yang diinkubasi pada suhu ruang dengan dosis iradiasi yang berbeda (perbesaran 40x) (keterangan: tanda panah merah menunjukkan susbstrat jerami padi, panah biru menunjukkan spora kapang, dan panah hijau menunjukkan miselia kapang).
Proses kolonisasi sudah mulai tampak pada hari ke-3 inkubasi. Inokulum sudah tampak jelas berikatan dengan substrat jerami padi dan membentuk jalinan miselia pada hari ke-6 hingga ke-13 inkubasi. Perbedaan jalinan miselia tampak terlihat jelas pada perlakuan dosis 20 Gy dan 40 Gy. Jalinan miselia pada dosis perlakuan 20 Gy tampak terlihat sangat rapat menyelimuti substrat jerami padi pada hari ke-6 inkubasi. Jalinan miselia pada dosis 40 Gy belum terlihat jelas dan
29
cenderung menurun pertumbuhannya pada hari ke-6 inkubasi. Hal ini berbeda pada saat ditumbuhkan dalam media SDA (Gambar 7). Hal ini diduga terjadi karena perbedaan substrat dan adanya efek radiasi yang mempengaruhi pertumbuhan kapang P. chrysosporium.
Media merupakan sumber nutrisi yang akan digunakan oleh suatu isolat kapang untuk tumbuh dan berkembang. Kandungan nutrisi media menentukan tersedia tidaknya suatu unsur yang dibutuhkan oleh kapang. Isolat kapang P.
chrysosporium dapat tumbuh pada substrat jerami padi karena di dalamnya
terkandung nutrisi yang dibutuhkan kapang untuk kelangsungan kehidupannya.
Menurut Herliyana (1997), pertumbuhan koloni isolat jamur P. chrysosporium pada susbtrat dipengaruhi oleh kondisi media kandungan nutrisi, kadar air dan tingkat keasaman.
Efek radiasi pada sel yang dapat terjadi adalah perubahan sifat selamanya atau hanya pada beberapa generasi, bahkan dapat menimbulkan kematian (Sugoro dan Tetriana, 2008). Radiasi sinar gamma yang menembus DNA target kapang mengakibatkan efek radiasi yaitu mutasi. Gen dapat dianggap sebagai suatu target atau sasaran di dalam proses mutasi. Menurut Claire (2002) secara alamiah sel mempunyai kemampuan untuk melakukan proses perbaikan terhadap kerusakan yang timbul dengan menggunakan beberapa jenis enzim spesifik. Proses perbaikan dapat berlangsung tanpa terjadi kesalahan sehingga struktur DNA kembali seperti semula (normal).
Kolonisasi yang terbentuk pada setiap dosis perlakuan membuktikan bahwa kapang P. chrysosporium dapat menggunakan substrat jerami padi. Penggunaan substrat tersebut untuk proses metabolismenya sehingga kapang P. chrysosporium mampu mendegradasi jerami padi dengan bantuan enzim hingga dihasilkan senyawa yang lebih sederhana. Enzim-enzim yang dihasilkan oleh kapang P. chrysopsorium terikat di permukaan hifa sehingga terjadi kontak dengan lignin yang ada pada jerami padi (Cathcheside dan Ralph, 1994).
Miselium yang menyelimuti substrat jerami padi semakin renggang di hari ke-9 bahkan di hari ke-13 inkubasi hanya kotak spora saja yang tampak. Hal ini karena berkurangnya sumber nutrisi sehingga terdapat sel yang mati. Munculnya spora pada hari ke-9 dan ke-13 inkubasi karena berkurangnya sumber nutrisi pada medium sehingga kapang P. chrysosporium menghasilkan struktur tubuh yang mampu bertahan pada kondisi ekstrim seperti kurangnya nutrisi pada lingkungan tempat hidupnya.
4.2.2. pH media
Perubahan pH pada proses degradasi jerami padi merupakan salah satu faktor yang menunjukkan aktifitas dari P. chrysosporium. Pola perubahan pH medium kapang P. chrysosporium untuk semua dosis perlakuan cenderung meningkat hingga akhir masa inkubasi (Gambar 9). Pola perubahan pH tersebut hampir sama pada masing-masing dosis radiasi selama proses agitasi. pH awal dari semua dosis perlakuan berkisar 5,5 hingga 5,8. Selama masa inkubasi, pH semua dosis perlakuan
31
mengalami penurunan pada hari ke-1 inkubasi dan meningkat pada hari ke-3 hingga akhir masa inkubasi.
Gambar 9. Nilai pH medium kapang P. chrysosporium dalam substrat jerami padi, inkubasi pada suhu ruang dengan agitasi 150 rpm.
Perlakuan dosis 0 Gy memiliki pH 5,78 ± 0,01 pada hari ke-0 inkubasi.
Kemudian pH menurun menjadi 5,60 ± 0,04 pada hari ke-1 inkubasi. pH mengalami peningkatan menjadi 7,67 ± 0,02 hingga akhir masa inkubasi. Perlakuan dosis 10 Gy dan 20 Gy memiliki pH 5,65 ± 0,08 pada hari ke-0 inkubasi. pH mengalami peningkatan masing-masing menjadi 7,69 ± 0,05 dan 7,89 ± 0,05 hingga akhir masa inkubasi. Perlakuan dosis 40 Gy memiliki pH 5,71 ± 0,03 pada hari ke-0 inkubasi. pH mengalami penurunan menjadi 5,25 ± 0,03 pada hari ke-1 inkubasi, kemudian meningkat menjadi 7,79 ± 0,03 hingga akhir masa inkubasi.
Penurunan pH medium pada hari ke-1 inkubasi diduga terjadi karena pertumbuhan kapang P. chrysosporium pada medium menghasilkan metabolit yang
bersifat asam. Mayoritas kapang mampu tumbuh pada kondisi lingkungan asam atau pH yang rendah. pH optimum untuk pertumbuhan fungi pada umumnya 3,8 sampai 5,6 (Madigan dkk., 2009).
Peningkatan pH terjadi pada hari ke-3 inkubasi hingga akhir masa inkubasi.
Peningkatan pH ini disebabkan oleh meningkatnya senyawa ammonium di dalam medium karena terdapat sejumlah sel kapang yang mengalami lisis. Senyawa ammonium yang dihasilkan dari sel yang lisis tersebut merupakan senyawa alkali yang dapat meningkatkan nilai pH (Shi dkk., 2009). Menurut penelitian Mustikasari (2009), nilai pH cenderung mengalami kenaikan seiring dengan bertambahnya masa inkubasi. Peningkatan pH medium diduga karena kapang P. chrysosporium lebih banyak mendegrdasi senyawa yang mengandung Nitrogen seperti protein sehingga dihasilkan senyawa yang bersifat basa seperti ammonia.
Perubahan nilai pH pada setiap perlakuan menunjukkan bahwa kapang mengalami proses pertumbuhan selama masa inkubasi dan membentuk kolonisasi.
Hal ini didukung oleh data sebelumnya mengenai pertumbuhan dan kolonisasi kapang P. chrysosporium pada media jerami (Gambar 8). Secara umum perubahan nilai pH masih dalam kisaran untuk pertumbuhan kapang P. chrysosporium. Kapang P. chrysosporium dapat tumbuh sehingga mampu berkolonisasi dengan substrat jerami padi. Telah diketahui bahwa kapang dapat tumbuh pada pH berkisar antara 2 – 8,5 (Gandjar dkk., 2006).
33
4.2.3. Degradasi Lignin, Selulosa, dan Hemiselulosa
Hasil analisis degradasi substrat jerami padi menunjukkan bahwa pada setiap dosis perlakuan kapang P. chrysosporium memiliki kemampuan yang berbeda dalam mendegradasi lignin, selulosa, dan hemiselulosa (Gambar 10). Proses degradasi lignin, selulosa, dan hemiselulosa terjadi akibat adanya aktivitas kapang P.
chrysosporium yang mengalami pertumbuhan. Hal ini didukung oleh hasil
pengamatan kolonisasi kapang (Gambar 8). Perlakuan dosis 0 Gy mampu mendegradasi lignin, selulosa, dan hemiselulosa masing-masing 2,8 %, 9,8 %, dan 12,2 %. Perlakuan dosis 10 Gy mampu mendegradasi lignin, selulosa, dan hemiselulosa masing-masing 16,6 %, 2,9 %, dan 14,2 %. Perlakuan dosis 20 Gy mampu mendegradasi lignin, selulosa, dan hemiselulosa masing masing-masing 16,1 %, 0,1 %, dan 11,4 %. Perlakuan dosis 40 Gy mampu mendegradasi lignin, selulosa, dan hemiselulosa masing-masing 4,4 %, 14,8 %, dan 4 %.
Gambar 10. Hasil analisis degradasi hemiselulosa, lignin, dan selulosa oleh kapang P. chrysosporium dalam substrat jerami padi pada hari ke-13 yang diinkubasi pada suhu ruang dan agitasi 150 rpm.
Perlakuan dosis 10 Gy terbukti memiliki tingkat degradasi lignin tertinggi yaitu sebesar 16,2 % pada hari ke-13 inkubasi. Menurut Akhtar dkk., (1997) P.
chrysosporium mampu menghasilkan enzim pendegradasi lignin yaitu lignin
peroksidase dan mangan peroksidase. Kedua enzim tersebut bertanggung jawab terhadap pemecahan awal polimer lignin.
Lignin merupakan suatu makromolekul 3-dimensi, heteropolimer, tidak larut dalam air, mengandung unit fenilpropan (Perez dkk., 2002). Prekursor utama lignin adalah tiga senyawa alkohol aromatik yaitu p-coumaryl, coniferyl dan sinapyl alkohol (Hendriks dan Zeeman, 2009). Enzim LiP mampu mengoksidasi unit non fenolik lignin. Unit non fenolik merupakan penyusun sekitar 90 % struktur lignin. Oksidasi substruktur lignin oleh LiP dimulai dengan pemisahan satu elektron cincin aromatik substrat donor dan menghasilkan radikal aril. LiP memotong ikatan Cα-Cβ molekul lignin (Hammel, 1997).
Selain itu perlakuan dosis 10 Gy terbukti memiliki tingkat degradasi hemiselulosa tertinggi dibandingkan dosis lainnya yaitu sebesar 14 % pada hari ke-13 inkubasi. Hemiselulosa mengalami biodegradasi menjadi monomer gula dengan bantuan enzim hemiselulase. Hemiselulase seperti kebanyakan enzim lainnya dapat menghidrolisis dinding sel tanaman (Howard dkk., 2003). Xilan merupakan karbohidrat utama penyusun hemiselulosa (Perez dkk., 2002) dan xilanase merupakan hemiselulase utama yang menghidrolisis ikatan β-1,4 rantai xilan. P. chrysosporium menghasilkan endoxylanase yang berperan dalam pemecahan xilan menjadi oligosakarida (Perez dkk., 2002).
35
Perlakuan dosis 40 Gy terbukti memiliki tingkat degradasi selulosa tertinggi dibandingkan dosis lainnya yaitu sebesar 14,7 % pada hari ke-13 inkubasi.
Mekanisme hidrolisis selulosa disajikan pada gambar 4. Endoglukanase memotong rantai amorf pada gugus selulosa, eksoglukanase memutus gugus reduksi ataupun non reduksi rantai selulosa dan menghasilkan glukosa sebagai produk utama.
Eksoglukanase juga diasumsikan dapat merombak struktur selulosa sedangkan β-glukosidase dapat memecahkan selodekstrin β dan selobiosa menjadi glukosa (Lynd dkk., 2002).
4.2.4. Kadar Glukosa Media
Hasil analisis kadar glukosa menunjukkan bahwa terjadi penurunan dan peningkatan kadar glukosa pada setiap dosis perlakuan selama masa inkubasi (Gambar 11). Gula pereduksi merupakan indikator aktivitas enzim dalam menghidrolisis lignoselulosa pada substrat jerami padi. Lignoselulosa merupakan komponen utama dari jaringan tanaman yang terdiri dari selulosa, hemiselulosa, dan lignin dengan struktur berupa mikrofibril polisakarida.
Perlakuan dosis kontrol memiliki kadar glukosa 1,11 ± 0,03 mg/ml pada hari ke-0 inkubasi. Kadar glukosa menurun menjadi 0,22 ± 0,05 mg/ml hingga hari ke-6 inkubasi. Kadar glukosa kembali meningkat menjadi 1,92 ± 0,06 mg/ml pada hari ke-9 inkubasi. Namun pada akhir masa inkubasi hari ke-13 kembali menurun menjadi 0,71 ± 0,07 mg/ml. Perlakuan dosis 10 Gy dan 20 Gy memiliki kadar glukosa sama sebesar 1,07 ± 0,04 mg/ml pada hari ke-0 inkubasi. Kadar glukosa perlakuan dosis 10
Gy meningkat menjadi 1,16 ± 0,01 mg/ml, namun untuk dosis 20 Gy sudah mulai menurun menjadi 1,05 ± 0,01 mg/ml pada hari ke-3 inkubasi. Selanjutnya kedua dosis perlakuan tersebut menurun menjadi 1,07 ± 0,04 dan 0,51 ± 0,03 mg/ml hingga hari ke-6 inkubasi. Kadar glukosa kembali meningkat menjadi 1,56 ± 0 dan 1,18 ± 0,01 mg/ml di akhir masa inkubasi. Perlakuan dosis 40 Gy memiliki kadar glukosa terendah yaitu sebesar 0,24 ± 0,03 mg/ml pada hari ke-0 inkubasi. Kadar glukosa cenderung sama berkisar antara 0,7-0,8 ± 0,03 mg/ml hingga akhir masa inkubasi.
Gambar 11. Kadar glukosa medium kapang P. chrysosporium dalam substrat jerami padi pada inkubasi suhu ruang dan agitasi 150 rpm.
Peningkatan kadar glukosa dalam medium disebabkan oleh adanya pemecahan selulosa yang terkandung dalam substrat jerami padi menjadi glukosa dengan bantuan enzim selulase. Kadar glukosa akan meningkat ketika laju pemecahan selulosa lebih cepat dibandingkan dengan pemakaian glukosa. Selulosa tersusun atas polimer glukosa dengan ikatan glikosidik β-1,4 dalam rantai lurus
37
dengan bangun dasar suatu selobiosa yaitu dimer dari glukosa (Kogel-Knabner, 2002). Menurut Beguin dan Aubert (1992) enzim selulase terdiri dari tiga jenis enzim yang memiliki fungsi sinergis yaitu endoglukanase, eksoglukanase (cellodekstrinase) dan β-glukosidase (β-glukosideglukohidrolase) yang dapat mengubah selulosa menjadi glukosa.
Proses hidrolisis selulosa melalui tiga tahap yaitu pemecahan selulosa (polisakarida) menjadi oligosakarida, kemudian oligosakarida akan dihidrolisis oleh enzim menjadi disakarida lalu disakarida akan dihidrolisis menjadi monosakarida yaitu glukosa (Anomalibio, 2011). Penurunan kadar glukosa dalam medium disebabkan penggunaan gula sederhana (glukosa) yang terkandung dalam substrat jerami padi untuk metabolisme kapang sebagai sumber karbon dan energi. Kadar glukosa yang menurun ini diakibatkan pula oleh lambatnya laju pemecahan selulosa, sehingga glukosa yang dipakai untuk proses metabolisme kapang semakin menurun.
4.2.5. Kadar Protein Media
Analisis uji protein ekstraseluler bertujuan untuk mengetahui seberapa besar enzim ekstraseluler yang diekskresikan oleh kapang P. chrysosporium. Kadar protein ekstraseluler menunjukkan adanya perubahan kadar protein pada setiap perlakuan dosis radiasi (Gambar 12). Berdasarkan hasil regresi, secara umum semua perlakuan mengalami penurunan kadar protein yang ditandai dengan nilai slop yang negatif.
Penurunan tertinggi terjadi pada perlakuan dosis 20 Gy, diikuti oleh dosis perlakuan 10 Gy, 40 gy, dan 0 Gy.
Gambar 12. Kadar protein ekstraseluler kapang P. chrysosporium yang ditumbuhkan dalam medium jerami padi yang diinkubasi pada suhu ruang dan agitasi 150 rpm.
Kadar protein ekstraseluler semua dosis perlakuan berfluktuatif selama masa inkubasi. Hal ini dapat terjadi karena kapang mengalami mutasi akibat iradiasi gamma sehingga DNA mengalami perubahan. Menurut Claire (2002) perubahan nukleotida tunggal di dalam rantai cetakan DNA mengakibatkan produksi protein yang abnormal. Gen menentukan fenotip melalui enzim yang mengkatalisis reaksi kimia yang spesifik di dalam sel. Selain itu, substrat pada jerami padi yang bersifat heterogen kemungkinan akan menyebabkan protein atau enzim yang dihasilkan berbeda-beda.
Perlakuan dosis 0 Gy memiliki kadar protein ekstraseluler sebesar 2,09 ± 0,01 mg/ml pada hari ke-0 inkubasi. Kadar protein ekstraseluler menurun menjadi 1,78 ± 0,04 mg/ml pada hari ke-1 inkubasi, kemudian meningkat menjadi 1,80 ± 0,01 mg/ml
39
pada hari ke -3 inkubasi. Kadar protein ekstraseluler kembali menurun menjadi 1,30
± 0,01 mg/ml, kemudian meningkat menjadi 1,62 ± 0,01 mg/ml hingga akhir masa inkubasi hari ke-13.
Perlakuan dosis 10 Gy memiliki kadar protein ekstraseluler 2,05 ± 0,05 mg/ml pada hari ke-0 inkubasi. Kadar protein ekstraseluler menurun menjadi 1,98 ± 0,04 mg/ml pada hari ke-1 inkubasi, kemudian meningkat menjadi 2,18 ± 0,01 mg/ml pada hari ke -3 inkubasi. Kadar protein ekstraseluler kembali menurun menjadi 1,24 ± 0,03 mg/ml, kemudian meningkat menjadi 1,56 ± 0,01 mg/ml hingga akhir masa inkubasi hari ke-13.
Perlakuan dosis 20 Gy memiliki kadar protein ekstraseluler 2,25 mg/ml pada hari ke-0 inkubasi. Kadar protein ekstraseluler menurun menjadi 1,28 mg/ml hingga hari ke-3 inkubasi, kemudian meningkat menjadi 1,91 mg/ml pada hari ke -6 inkubasi. Kadar protein ekstraseluler kembali menurun menjadi 1,37 mg/ml pada hari ke-9 inkubasi, kemudian meningkat menjadi 1,41 mg/ml hingga akhir masa inkubasi hari ke-13.
Perlakuan dosis 40 Gy memiliki kadar protein ekstraseluler 2,04 ± 0,04 mg/ml pada hari ke-0 dan ke-1 inkubasi. Kadar protein ekstraseluler menurun menjadi 1,24
± 0,02 mg/ml hingga hari ke-3 inkubasi, kemudian meningkat menjadi 1,57 ± 0,01 mg/ml pada hari ke -6 inkubasi. Kadar protein ekstraseluler kembali menurun menjadi 1,20 ± 0,01 mg/ml pada hari ke-9 inkubasi, kemudian meningkat menjadi 1,47 ± 0,03 mg/ml hingga akhir masa inkubasi hari ke-13.
Perlakuan dosis 10 Gy memiliki kadar protein ekstraseluler tertinggi pada hari ke-3 inkubasi dibandingkan dengan perlakuan dosis lainnya. Hal tersebut disebabkan sel-sel kapang lebih cepat dapat beradaptasi pada hari ke-3, sehingga mampu tumbuh dan menghasilkan enzim ekstraseluler dengan kadar yang tinggi. Data tersebut sesuai dengan gambar 8, dimana kolonisasi miselium kapang yang terbentuk pada hari ke-3 untuk dosis 10 Gy lebih rapat dibandingkan dengan perlakuan dosis lainnya.
Perlakuan dosis 20 Gy memiliki kadar protein ekstraseluler tertinggi pada hari ke-6 inkubasi dibandingkan dengan perlakuan dosis lainnya. Hal tersebut disebabkan setelah hari ke-6 inkubasi, kapang P. chrysosporium dosis 20 Gy mampu beradaptasi lebih lama dibandingkan dosis lainnya. Kapang P. chrysosporium memanfaatkan nutrien hasil degradasi jerami padi. Data tersebut sesuai dengan (Gambar 8) yang menunjukkan kolonisasi miselium kapang P. chrysosporium yang sangat rapat pada hari ke-6 dibandingkan dengan perlakuan dosis lainnya.
Kadar protein ekstraseluler yang meningkat di akhir masa inkubasi pada
Kadar protein ekstraseluler yang meningkat di akhir masa inkubasi pada