Teknik Pemeriksaan Parasit Cacing

Teknik Pemeriksaan Parasit Cacing

Teknik Pemeriksaan Parasit Cacing

Syarat

Syarat pengumpulan pengumpulan feces feces ::



 Tempat harus bersih, kedap, bebas dari urine, diperiksa 1- 2 jam sejak dikeluarkan. BilaTempat harus bersih, kedap, bebas dari urine, diperiksa 1- 2 jam sejak dikeluarkan. Bila

 pemeriksaan

 pemeriksaan ditunda ditunda simpan simpan pada pada almari almari es. es. Ada Ada 2 2 metode metode pengawetan tinja sebagaipengawetan tinja sebagai  bahan pemeriksaan parasitologi, yaitu:

 bahan pemeriksaan parasitologi, yaitu: 1.

1. Pengawetan kimiawiPengawetan kimiawi

Ada 3 teknik pengawetan yang sering digunakan : Ada 3 teknik pengawetan yang sering digunakan : a.

a. Pengawet formalin 10%Pengawet formalin 10%

Yang dapat diawetkan : kista protozoa, telur dan tempayak Helminthes, Yang dapat diawetkan : kista protozoa, telur dan tempayak Helminthes, Lebih baik dipertahankan pada suhu 60

Lebih baik dipertahankan pada suhu 60ooC agar telur tidak terus bertumbuh.C agar telur tidak terus bertumbuh.  b.

 b. Pengawet M.I.F(Merthiolate Iodine Formaldehyde/Formalin)Pengawet M.I.F(Merthiolate Iodine Formaldehyde/Formalin) Dapat

Dapat mengawetkan dan mewarnai : mengawetkan dan mewarnai : bentuk tropozoit dan kista dari bentuk tropozoit dan kista dari protozoa, telur danprotozoa, telur dan tempayak dari helminthes ; dapat mengawetkan tinja dalam bentuk apapun.

tempayak dari helminthes ; dapat mengawetkan tinja dalam bentuk apapun.

Pengawet ini terdiri dari atas 2 larutan : larutan 1 berisi merthiolate dan formaldehyde; Pengawet ini terdiri dari atas 2 larutan : larutan 1 berisi merthiolate dan formaldehyde; larutan 2 berupa lugol.

larutan 2 berupa lugol.

Disimpan terpisah, dicampur pada saat digunakan Disimpan terpisah, dicampur pada saat digunakan c.

c. Pengawet P.V.A (Poly Vinyl Alcohol)Pengawet P.V.A (Poly Vinyl Alcohol)

Mengawetkan : bentuk tropozoit dan kista dari protozoa (beberapa kista mungkin akan Mengawetkan : bentuk tropozoit dan kista dari protozoa (beberapa kista mungkin akan  berubah bentuknya)

 berubah bentuknya)

Pengawet untuk tinja cair , bahan pemeriksaan dari duodenum dan colon sigmoid. Pengawet untuk tinja cair , bahan pemeriksaan dari duodenum dan colon sigmoid. Sering dipakai untuk pembuatan sediaan pewarnaan permanent/

Sering dipakai untuk pembuatan sediaan pewarnaan permanent/ 2.

2. Pengawetan fisisPengawetan fisis

Pada pengawetan metode ini, tinja diawetkan dalam lemari es dengan suhu 2-6 derajat Pada pengawetan metode ini, tinja diawetkan dalam lemari es dengan suhu 2-6 derajat Celsius.

Celsius.

Bentuk telur, tempayak dan kista dapat bertahan, tetapi bentuk tropozoit akan rusak dengan Bentuk telur, tempayak dan kista dapat bertahan, tetapi bentuk tropozoit akan rusak dengan  pendinginan.

 pendinginan.



 Pasien dilarang menelan barium, bismuth, dan minyak dalam 5 hari sebelum pemeriksaan.Pasien dilarang menelan barium, bismuth, dan minyak dalam 5 hari sebelum pemeriksaan. 

 Diambil dari bagian yang paling mungkin memberi kelainan.Diambil dari bagian yang paling mungkin memberi kelainan. 

 Paling baik dari defekasi spontan (boleh menggunakan pencahar) atau RectalPaling baik dari defekasi spontan (boleh menggunakan pencahar) atau Rectal

Toucher (pemeriksaan tinja sewaktu) Toucher (pemeriksaan tinja sewaktu)



 Alur pemeriksaan : pengumpulan bahan Pemeriksaan, pengiriman dan pengawetan bahanAlur pemeriksaan : pengumpulan bahan Pemeriksaan, pengiriman dan pengawetan bahan

tinja, pemeriksaan tinja, serta pelaporan hasil pemeriksaan. tinja, pemeriksaan tinja, serta pelaporan hasil pemeriksaan.

Mengambil sediaan feses : Mengambil sediaan feses :

Tidak seperti kebanyakan tes laboraturium lain, contoh feses harus diambil di rumah oleh pihak Tidak seperti kebanyakan tes laboraturium lain, contoh feses harus diambil di rumah oleh pihak keluarga dari anak yang sedang sakit, bukan oleh petugas medis. Berikut adalah beberapa tips keluarga dari anak yang sedang sakit, bukan oleh petugas medis. Berikut adalah beberapa tips untuk

untuk mengambil mengambil contoh contoh feses feses dari dari anak anak Anda Anda ::



 Mengambil feses dapat merepotkan, jadi gunakan sarung tangan latex dan cuci tangan AndaMengambil feses dapat merepotkan, jadi gunakan sarung tangan latex dan cuci tangan Anda

dan anak Anda setelahnya. dan anak Anda setelahnya.



 Banyak anak kecil yang menderita diare tidak selalu dapat memberitahu orangtuanya ketika iaBanyak anak kecil yang menderita diare tidak selalu dapat memberitahu orangtuanya ketika ia

akan mengeluarkan tinjanya. Penutup plastik berbentuk topi dapat digunakan untuk akan mengeluarkan tinjanya. Penutup plastik berbentuk topi dapat digunakan untuk mengambil sediaan feses. Alat pengumpul ini dapat dengan cepat diletakkan di atas toilet atau mengambil sediaan feses. Alat pengumpul ini dapat dengan cepat diletakkan di atas toilet atau di dubur anak untuk mengambil feses. Menggunakan alat pengumpul seperti ini dapat di dubur anak untuk mengambil feses. Menggunakan alat pengumpul seperti ini dapat mencegah feses terkontaminasi oleh air atau kotoran lain. Jika feses terkontaminasi dengan mencegah feses terkontaminasi oleh air atau kotoran lain. Jika feses terkontaminasi dengan urin maka pengambilan contoh feses perlu diulang. Selain itu, jika Anda tidak dapat urin maka pengambilan contoh feses perlu diulang. Selain itu, jika Anda tidak dapat

mengambil feses anak Anda sebelum feses menyentuh bagian dalam toilet, maka  pengambilan perlu diulang. Mengambil feses yang sudah masuk ke dalam toilet tidak

memberikan sediaan tinja yang bersih untuk dianalisa.

 Cara lain mengambil sampel feses adalah dengan menempatkan pembungkus plastik di bawah

 penutup toilet. Kemudian pindahkan contoh feses ke tempat yang bersih dan tertutup untuk dibawa ke laboraturium. Plastik pembungkus juga dapat digunakan untuk melapisi popok bayi atau anak yang belum bisa menggunakan toilet.

Koleksi sampel feses

-

Minta pasien untuk mengeluarkan sampel tinja langsung ke penampung feses

-

Sekitar 20-40 gram atau 5-6 sendok tinja sudah cukup untuk pemeriksaan rutin.

-

Menelan obat (Tetrasiklin, sulfonamid, antiprotozoal agen, pencahar, antasida, minyak jarak,

hidroksida magnesium, barium sulfat, senyawa kaolin bismut, dan garam hipertonik dll) sebelum koleksi feses dapat mengganggu deteksi parasit.

-

Semua spesimen harus diberi label dengan nama pasien, usia, jenis kelamin, dan tanggal

 pengumpulan.

-

Spesimen harus mencapai laboratorium dalam waktu 30 menit karena trofozoit amuba mati

dan menjadi sulit dikenali setelah itu.

Pemeriksaan feces dapat dilakukan dengan metode kualitatif dan kuantitatif. Secara kualitatif dilakukan dengan metode natif, metode apung, metode harada mori, dan Metode kato. Metode ini digunakan untuk mengetahui jenis parasit usus, sedangkan secara kuantitatif dilakukan dengan metode kato untuk menentukan jumlah cacing yang ada didalam usus (Gandahusada.dkk, 2000). Kesalahan-kesalahan yang mungkin terjadi dalam pemeriksaan feses diantaranya adalah :

 Kesalahan pemeriksa/praktikan (human error)

Kesalahan yang termasuk antara lain kesalahan saat melakukan pemeriksaan/melaksanakan  praktikum, kesalahan dalam menggunakan alat dan bahan, dan kesalahan dalam pengambilan

feses saat praktikum.

 Kesalahan saat awal pengambilan feses

Kesalahan yang dimaksud yakni kesalahan saat pengambilan feses dari manusia/hospes, apakah diambil pada tempat pembuangan/kloset atau tidak langsung dari perianal, apakah tercampur dengan urin.

 Kesalahan penyimpanan feses

Kemungkinan kesalahan saat proses penyimpana feses tidak dalam suhu rendah dan ruangan yang tidak steril.

 Pemeriksaan Kualitatif

Yaitu pemeriksaan yang didasarkan pada ditemukkan telur pada masing-masing metode  pemeriksaan tanpa dihitung jumlahnya.

1) Metode Natif (direct slide)

Metode ini dipergunakan untuk pemeriksaan secara cepat dan baik untuk infeksi berat, tetapi untuk infeksi yang ringan sulit ditemukan telur-telurnya. Cara pemeriksaan ini menggunakan larutan NaCl fisiologis (0,9%) atau eosin 2%. Penggunaan eosin 2% dimaksudkan untuk lebih  jelas membedakan telur-telur cacing dengan kotoran disekitarnya.

 Maksud : Menemukan telur cacing parasit pada feces yang diperiksa.  Tujuan : Mengetahui adanya infeksi cacing parasit

 Dasar teori : Eosin memberikan latar belakang merah terhadap telur yang berwarna

kekuning- kuningan dan untuk lebih jelas memisahkan feces dengan kotoran yang ada.

 Kekurangan : Dilakukan hanya untuk infeksi berat, infeksi ringan sulit terdeteksi.  Kelebihan : Mudah dan cepat dalam pemeriksaan telur cacing semua spesies, biaya

yang diperlukan sedikit, peralatan yang digunakan sedikit.

 Alat dan Bahan : Gelas obyek, Pipet tetes, Lidi, Cover glass, Mikroskop, Tinja kecil dan

Eosin 2%.

 Cara kerja :

1. Gelas obyek yang bersih di teteskan 1-2 tetes NaCl fisiologis atau eosin 2% 2. Dengan lidi, di ambil sedikit tinja dan taruh pada larutan tersebut

3. Dengan lidi tadi, kita ratakan /larutkan, kemudian di tutup dengan gelas benda/cover glass.

4. Amati di bawah mikroskop dengan perbesaran 10X dan 40X

2) Metode Apung (Flotation method)

Metode ini digunakan larutan NaCl jenuh atau larutan gula atau larutan gula jenuh yang didasarkan atas BJ (Berat Jenis) telur sehingga telur akan mengapung dan mudah diamati. Metode ini digunakan untuk  pemeriksaan feses yang mengandung sedikit telur. Cara kerjanya didasarkan atas berat jenis larutan yang digunakan, sehingga telur-telur terapung dipermukaan dan juga untuk memisahkan partikel-partikel yang besar yang terdapat dalam tinja.

Pemeriksaan ini hanya berhasil untuk telur-telur Nematoda, Schistostoma,  Dibothriosephalus, telur yang berpori-pori dari famili Taenidae,  telur-telur Achantocephala

 Maksud : Mengetahui adanya telur cacing parasit usus untuk infeksi ringan.  Tujuan : Mengetahui adanya infeksi cacing parasit usus

 Dasar teori : Berat jenis NaCl jenuh lebih berat dari berat jenis telur.

 Kekurangan : Penggunaan feses banyak dan memerlukan waktu yang lama, perlu

ketelitian tinggi agar telur di permukaan larutan tidak turun lagi

 Kelebihan : Dapat di gunakan untuk infeksi ringan dan berat, telur dapat terlihat jelas.  Alat dan Bahan : Obyek glass, Mikroskop, Cover glass, Penyaring teh, Tabung reaksi,

Pengaduk, beker glass, Tinja, Larutan NaCl fisiologis dan Aquades

 Cara kerja :

1. 10 gram tinja di campur dengan 200 ml NaCl fisiologis, kemudian di aduk sehingga larut. Bila terdapat serat-serat selulosa di saring menggunakan penyaring teh.

2. Di diamkan selama 5-10 menit, kemudian dengan lidi di ambil larutan permukaan dan di taruh di atas gelas obyek, kemudian di tutup dengan cover glass. Di periksa di bawah mikroskop.

3. Di tuangkan ke dalam tabung reaksi sampai penuh, yaitu rata dengan permukaan tabung, didiamkan selama 5-10 menit dan di tutup/di letakkan gelas obyek dan segera angkat. Selanjutnya di letakkan di atas gelas preparat dengan cairan berada di antara gelas  preparat dan gelas penutup, kemudian diperiksa di bawah mikroskop.

4. Atau cara kerja dapat dilihat juga di Panduan Praktikum Parasitologi 1 + Cek Video Fecal Flotation

3) Metode Harada Mori

Metode ini digunakan untuk menentukan dan mengidentifikasi larva cacing Ancylostoma duodenale,  Necator americanus, Srongyloides stercolaris dan Trichostronngilus yang didapatkan dari feses yang diperiksa. Teknik ini memungkinkan telur cacing dapat  berkembang menjadi larva infektif pada kertas saring basah selama kurang lebih 7 hari,

kemudian larva ini akan ditemukan didalam air yang terdapat pada ujung kantong plastik.

 Maksud : Mengidentifikasi larva cacing Ancylostoma duodenale, Necator

 Americanus, Srongyloides stercolaris mencari larva cacing-cacing  parasit usus yang menetas diluar tubuh hospes.

 Tujuan : Mengetahui adanya infeksi cacing tambang

 Dasar teori : Hanya cacing-cacing yang menetas di luar tubuh hospes akan menetas 7

hari menjadi larva dengan kelembaban yang cukup.

 Kekurangan : Dilakukan hanya untuk identifikasi infeksi cacing tambang, waktu yang

dibutuhkan lama dan memerlukan peralatan yang banyak.

 Kelebihan : Lebih mudah dilakukan karena hanya umtuk mengidentifikasi larva

infektif mengingat bentuk larva jauh lebih besar dibandingkan dengan telur.

 Alat dan Bahan : Kantong plastik ukuran 30 x 200 mm, Kertas saring ukuran 3 x 15 cm,

 Cara kerja :

1. Plastik di isi aquades steril kurang lebih 5 ml.

2. Dengan lidi bambu, tinja di oleskan pada kertas saring sampai mengisi sepertiga  bagiannya tengahnya.

3. Kertas saring di masukkan ke dalam plastik tersebut diatas. Cara memasukkan kertas saring dilipat membujur dengan ujung kertas menyentuh permukaan aquades dan tinja  jangan sampai terkena aquades.

4. Tabung di tutup plastik/dijepret. 5. Simpan selama 3-7 hari.

6. Disentrifuge dan diambil dengan pipet tetes kemudian diamati dibawah mikroskop.

7. Cek video Harada Mori

Cara Pemeriksaan Telur Cacing Dan Protozoa

Prinsip : Larutan pengencer akan memberikan warna pada latar belakangnya serta memberikan kotoran yang melekat pada parasit sehingga mudah dibedakan. Alat : Mikroskop, Kaca sediaan (kaca obyek), Lidi, Kaca penutup dan Botol berlisol Reagen: NaCl fisiologis 0,9 % atau Eosin 1

 _– 

 2 % atau Lugol 1

 _– 

 2 %

Pelaksanaan :

1. Siapkan kaca sediaan yang bersih dan kering 2. Tetesi 1 tetes larutan NaCl atau Eosin

3. Dengan ujung batang lidi ambil sedikit tinja yang akan diperiksa.

4. Tinja tadi diaduk-aduk dengan lidi tersebut dalam tetesan larutan sampai diperoleh suspensi yang tipis dan rata. Bagian-bagian yang keras seperti serabut-serabut atau pasir dibuang. 5. Tutuplah sediaan dengan kaca penutup

6. Lidi bekas buang ke botol berlisol

7. Periksalah sediaan di bawah mikroskop dengan perbesaran 10 x atau 40 x. Interpretasi Hasil :

Pemeriksaan Makroskopik : Warna, bau, bentuk, ada darah atau tidak, ada lendir atau tidak Pemeriksaan Mikroskopik : Ditemukan atau tidaknya telur cacing atau amoeba.

Tabel 1. Hasil Pemeriksaan Feses Makroskopi dan Mikroskopi Interpretasi

1. Butir, kecil, keras, warna tua

2. Volume besar, berbau dan mengambang 3. Rapuh dengan lendir tanpa darah

4. Rapuh dengan darah dan lendir (darah nyata)

5. Hitam, mudah melekat seperti ter 6. Volume besar, cair, sisa padat sedikit

7. Rapuh mengandung nanah atau jaringan nekrotik

8. Agak lunak, putih abu-abu sedikit 9. Cair bercampur lendir dan eritrosit 10. Cair bercampur lendir dan leukosit 11. Lendir dengan nanah dan darah

1. Konstipasi.

2. Malabsorbsi zat lemak atau protein. 3. Sindroma usus besar yang mudah

terangsang inflamasi dangkal dan difus, adenoma dengan jonjot-jonjot.

4. Inflamasi usus besar, tifoid, shigella, amubiasis, tumor ganas.

5. Perdarahan saluran cerna bagian atas. 6. Infeksi non-invasif (kolera, E.coli keadaan

toksik, kkeracunan makanan

oleh stafilokokus, radang selaput osmotic (defisiensi disakharida, makan berlebihan). 7. Divertikulitis / abses lain, tumor nekrotik,

 parasit.

8. Obstruksi jaundice, alkoholik. 9. Tifoid, kolera, amubiasis.

10. Kolitis ulseratif, enteritis, shigellosis, salmonellosis, TBC usus.

11. Kolitis ulseratif, disentri basiler, karsinoma ulseratif colon, diverticulitis akut, TBC.