Pengaruh Suhu Penyimpanan Beku terhadap Kerusakan Lipid pada Ikan

Naskah Diterima

Pengaruh suhu selama penyimpanan beku terhadap kerusakan lipid pada otot saithe (Pollachius virens) dan hoki (Macruronus novaezelandiae)

Magnea G. Karlsdottir, Kolbrun Sveinsdottir, Hordur G. Kristinsson, Dominique Villot, Brian D. Craft, Sigurjon Arason

PII: S0308-8146(14)00145-9

DOI: http://dx.doi.org/10.1016/j.foodchem.2014.01.113

Referensi: FOCH 15338

Untuk muncul di: Kimia Makanan Tanggal Diterima: 1 November 2013 Tanggal Revisi: 7 Januari 2014 Tanggal Diterima: 28 Januari 2014

Silakan kutip artikel ini sebagai: Karlsdottir, MG, Sveinsdottir, K., Kristinsson, HG, Villot, D., Craft, BD, Arason, S., Pengaruh suhu selama penyimpanan beku terhadap kerusakan lipid pada otot ikan saithe (Pollachius virens) dan ikan hoki (Macruronus novaezelandiae), Food Chemistry (2014), doi:

http://dx.doi.org/10.1016/j.foodchem. 2014.01.113

Ini adalah file PDF dari naskah yang belum diedit yang telah diterima untuk dipublikasikan. Sebagai layanan kepada pelanggan kami, kami menyediakan naskah versi awal ini. Naskah ini akan melalui proses penyuntingan, penyusunan huruf, dan peninjauan ulang sebelum diterbitkan dalam bentuk final. Harap diperhatikan bahwa selama proses produksi, kesalahan dapat ditemukan yang dapat memengaruhi konten, dan semua sanggahan hukum yang berlaku untuk jurnal ini berlaku.

Subscribe to DeepL Pro to translate larger documents.

Visit www.DeepL.com/pro for more information.

1 Pengaruh suhu selama penyimpanan beku terhadap kerusakan lipid ikan sidat (Pollachius 2 virens) dan otot hoki (Macruronus novaezelandiae)

3

4 (Judul yang disingkat: Kerusakan lipid pada spesies ikan tanpa lemak selama penyimpanan beku) 5

6 Penulis: Magnea G. Karlsdottir^a,b* , Kolbrun Sveinsdottir^a , Hordur G. Kristinsson^a,c , 7 Dominique Villot^d , Brian D. Craft^e , dan Sigurjon Arason^a,b

8

9 ^aMatis ohf. Litbang Pangan dan Bioteknologi, Bioteknologi dan Biomolekul Islandia, Vinlandsleid 10 12, IS-113 Reykjavík, Islandia.

11 ^bUniversitas Islandia, Departemen Ilmu Pangan, Vinlandsleid 12, IS-113 Reykjavík, 12 Islandia.

13 ^cDepartemen Ilmu Pangan dan Gizi Manusia, Universitas Florida, 359 FSHN 14 Building, Newell Drive, Gainesville, FL 32611, AS.

15 ^dNestlé R&D, 5750 Harper Road, 44139, Solon, Ohio, AS.

16 ^eNestlé Research Center, Route du Jorat 57, 1000 Lausanne 26, Swiss.

17

18 Penulis korespondensi: Magnea G. Karlsdottir, Matis ohf, Litbang Pangan dan Bioteknologi Islandia, 19 Bioteknologi dan Biomolekul, Vinlandsleid 12, IS-113 Reykjavík, Islandia. Telepon: +354

20 422 5088, e-mail: magneag@matis.is 21

22 23 24 25

30 otot terang dan gelap dari spesies ikan. Hasil penelitian menunjukkan kerusakan lipid yang signifikan dengan

31 waktu penyimpanan yang lebih lama, tetapi suhu penyimpanan yang lebih rendah menunjukkan lebih banyak pengawet secara signifikan

32 efek. Perbedaan yang mencolok teramati antara komposisi otot gelap hoki

33 dan saithe. Asam lemak tak jenuh ganda adalah lipid utama dalam otot gelap saithe, 34 sementara asam lemak tak jenuh tunggal dominan dalam otot gelap hoki. Lebih jauh lagi,

kandungan

35 Aktivitas hidrolitik sangat berbeda antara otot gelap hoki dan saithe, dengan secara signifikan 36 aktivitas yang lebih rendah diamati pada hoki. Hasil saat ini menunjukkan bahwa oksidasi lipid

tersier dan

37 produk hidrolisis sesuai untuk menilai kerusakan lipid pada cahaya saithe dan hoki 38 otot selama penyimpanan beku.

39

40 Kata kunci: Ikan tanpa lemak beku, oksidasi lipid, hidrolisis lipid, sensorik 41

26 ABSTRAK

27 Kerusakan lipid pada dua spesies ikan tanpa lemak, saithe (Pollachius virens) dan hoki (Macruronus 28 novaezelandiae), selama penyimpanan beku pada suhu -20 dan -30°C (hingga 18 bulan) dipelajari.

Lipid

29 komposisi, oksidasi dan hidrolisis lipid, dan atribut sensorik dievaluasi pada keduanya

42

43 1. Pendahuluan

44 Meskipun pembekuan adalah metode yang efektif untuk mengawetkan makanan, beberapa kerusakan makanan

45 kualitas terjadi selama penyimpanan beku. Kualitas produk ikan beku selama penyimpanan dapat berupa

46 dipengaruhi oleh beberapa faktor seperti spesies ikan, status biologis ikan saat ditangkap, 47 penanganan di atas kapal, suhu dan waktu penyimpanan sebelum pembekuan, laju pembekuan,

penyimpanan beku

48 suhu, fluktuasi suhu, prosedur pencairan dan perlindungan dari cahaya dan

49 oksigen. (Pigott & Tucker 1987; Sörensen, Brataas, Nyvold & Lauritzsen 1995; Erikson, 50 Sigholt, Rustad, Einarsdottir & Jørgensen 1999). Lipid laut adalah sumber alami dan baik 51 asam lemak omega-3 tak jenuh ganda (PUFA), seperti asam eikosapentaenoat (EPA, C20: 5n- 52 3) dan asam docosahexaenoic (DHA, C22: 6n-3), yang telah dilaporkan memiliki manfaat 53 efek kesehatan bagi konsumen. Namun, karena jumlah PUFA yang tinggi (Shewfelt 1981), 54 Seiring dengan kandungan pro-oksidan yang sangat aktif (Hultin 1994), lipid laut sangat 55 rentan terhadap oksidasi. Oleh karena itu, oksidasi lipid adalah salah satu penyebab utama

56 kerusakan otot ikan selama penyimpanan dan dapat berdampak negatif pada warna (Wasasundara &

57 Shahidi 1994), bau dan rasa (Bateman, Hughs & Morris 1953), fungsionalitas protein dan 58 konformasi (Gutteridge 1988) dan kandungan gizi keseluruhan otot ikan (Pearson, Gray, 59 Wolzak & Horenstein 1983).

60 Oksidasi lipid umumnya tidak dianggap sebagai masalah besar pada spesies ikan tanpa lemak karena

61 kandungan lipid yang rendah di dalam otot dan otot gelap yang jauh lebih sedikit daripada spesies ikan berlemak. Oleh karena itu,

62 Investigasi sebelumnya tentang perubahan kualitas spesies ikan tanpa lemak selama penyimpanan beku terutama

63 berfokus pada perubahan sifat fisik otot dan penerimaan sensorik.

64 Namun, oksidasi dan hidrolisis lipid telah terbukti terjadi dan menjadi hal yang penting

65 faktor persetujuan ikan tanpa lemak di masa lalu (Dulavik, Sörensen, Barstad, Horvli & Olsen 66 1998; Aubourg & Medina 1999; Roldán, Roura, Montecchia, Borla & Crupkin 2005;

67 Aubourg, Lago, Sayar & González 2007). Beberapa metode telah dikembangkan untuk mengukur 68 senyawa yang berbeda saat mereka terbentuk atau terdegradasi selama oksidasi lipid seperti peroksida

dan

69 senyawa karbonil. Banyak dari senyawa ini tidak stabil dan sering dipengaruhi oleh

70 keberadaan pro-oksidan, antioksidan dan ketersediaan oksigen di antara faktor-faktor lainnya.

71 Lipid hidroperoksida dan mereka penguraian produkseperti aldehida (misalnya

72 malondialdehida) dapat berinteraksi lebih lanjut dengan protein, fosfolipid, dan asam nukleat yang dihasilkan

73 dalam pembentukan senyawa fluoresen, atau yang disebut 'produk oksidasi tersier'. Ini 74 Senyawa dapat diikuti dengan spektroskopi fluoresensi dan metode tersebut telah 75 terbukti secara efektif memonitor oksidasi lipid dalam bahan biologis seperti ikan (Lubis 76 & Buckle 1990; Aubourg, dkk. 2007).

77 Dalam penelitian ini, kerusakan lipid selama penyimpanan beku dua spesies ikan tanpa lemak 78 (saithe dan hoki) dipelajari. Efek waktu penyimpanan dan suhu pada sensorik

79 sifat, oksidasi lipid dan hidrolisis dianalisis. Perbandingan antara cahaya dan

80 otot gelap dari kedua spesies tersebut dilakukan. Salah satu tujuan utama penelitian ini adalah untuk 81 menyelidiki bagaimana dua spesies ikan tanpa lemak, yang termasuk dalam famili yang berbeda

(Merlucciidae dan

82 Gadidae), dengan jenis pemanfaatan komersial yang serupa, berbeda dalam stabilitas oksidatif selama 83 penyimpanan beku yang lama. Selanjutnya, berbagai indeks kualitas lipid yang diukur dalam

penelitian ini

84 dievaluasi dengan penekanan khusus pada kemampuan mereka untuk memantau dekomposisi ikan 85 di kedua spesies tersebut.

86

87 2. Bahan dan metode 88 2.1 Bahan Kimia

89 Semua bahan kimia yang digunakan dalam penelitian ini adalah kelas analitik dan dibeli dari Sigma-

90 Aldrich (St. Louis, MO, USA), Fluka (Buchs, Swiss) atau Sigma-Aldrich (Steinheim, 91 Jerman).

92

93 2.2 Bahan baku, pemrosesan, dan pengambilan sampel 94 Ikan saithe (Pollachius virens) dan hoki (Macruronus

95 novaezelandiae) yang digunakan untuk penelitian ini disediakan oleh Nestec. Bahan baku dari saithe 96 dan hoki yang digunakan di sini ditangkap di Samudra Atlantik Timur Laut (FAO no. 27) dan Barat

Daya

97 Samudra Pasifik (FAO no. 81), pada bulan Maret 2010. Setibanya di laboratorium, sampel 98 blok ikan beku dibagi menjadi empat bagian berukuran sama, dikemas ke dalam kotak karton

berlapis lilin

99 dan didistribusikan ke dalam dua wadah penyimpanan berbeda yang diatur pada suhu -20 ° C dan -30

° C, dan disimpan di sana

100 hingga 18 bulan. Analisis eksperimental dilakukan setelah 0, 3, 6, 12 dan 18 bulan 101 penyimpanan beku. Sebelum analisis, sampel dicairkan pada suhu dingin (4 ± 1 °C)

102 selama 24 jam. Semua analisis dilakukan secara terpisah pada otot terang dan otot gelap dari kedua 103 hoki dan saithe. Enam ulangan (n=6) per sampel digunakan untuk semua analisis kimia

104 karena adanya potensi variasi sampel dalam blok ikan. Setiap penyimpangan dari ini 105

106

protokol disertakan di bawah ini dalam deskripsi metode.

107 2.3 Kandungan air dan lipid

108 Kadar air ditentukan oleh perbedaan berat sampel otot yang dihomogenisasi

109 sebelum dan sesudah pengeringan selama 4 jam pada suhu 102 hingga 104 °C (ISO 1993a). Hasil dihitung sebagai g

110 air/100 g otot. Total lipid (TL) diekstraksi dari 25 g sampel (80 ± 1% air) dengan 111 metanol/kloroform/0,88% KCl(aq) (pada 1/1/0,5, v/v/v) menurut Bligh & Dyer (1959) 112 metode. Kandungan lipid ditentukan secara gravimetri dan hasilnya dinyatakan sebagai 113

114

gram lipid/100 g otot basah.

115 2.4 Kandungan fosfolipid

116 Kandungan fosfolipid (PL) dari otot ikan ditentukan pada ekstrak TL dengan menggunakan 117 metode kolorimetri (Stewart 1980) berdasarkan pembentukan kompleks fosfolipid dan

118 amonium ferrothiocynate, diikuti dengan membaca absorbansi larutan yang dihasilkan pada 488 119 nm (spektrofotometer UV-1800, Shimadzu, Kyoto, Jepang). Kurva standar disiapkan

120 dengan fosfatidilkolin dalam kloroform (5-50 µg / ml) dan hasilnya dinyatakan sebagai 121

122

persentase dari total kandungan lipid.

123 2.5 Profil asam lemak

124 Komposisi asam lemak dari ekstrak TL ditentukan dengan kromatografi gas lemak 125 metil ester asam (FAME). Metilasi asam lemak dilakukan menurut

126 AOCS (1998). Ekstrak TL diuapkan pada suhu 55 °C di bawah nitrogen hingga berat konstan. 70 127 mg lipid yang diekstraksi dilarutkan dalam 1,5 ml 0,5N NaOH dalam metanol, dan diinkubasi selama

7

128 menit pada suhu 100 °C. Setelah didinginkan hingga suhu kamar, 2 ml BCl₃ /MeOH (12% boron 129 triklorida) ditambahkan dan sampel diinkubasi lagi selama 30 menit pada suhu 100 °C. Setelah 130 pendinginan berikutnya, 1 ml standar internal (1 mg / ml metil ester 23: 0 dalam isooctane) dan 131 Ditambahkan 5 ml larutan NaCl pekat. Setelah pemisahan fase, lapisan isooktana

132 dipindahkan ke dalam tabung kaca yang berisi 1 mm lapisan anhidrat Na₂ SO₄ . Ini adalah 133 diulangi lagi dengan 1 ml isooktana bersih. Lapisan isoetan yang digabungkan, mengandung 134 FAME, kemudian dipindahkan ke botol GC. FAME dipisahkan pada Varian 3900 GC

135 dilengkapi dengan kolom kapiler silika yang menyatu (HP-88, film 100 m x 0,25 mm x 0,20 µm, 136 Agilent Technologies), injektor terpisah dan detektor ionisasi nyala yang dilengkapi dengan Galaxie 137 Sistem Data Kromatografi (perangkat lunak Versi 1.9.3.2). Tanjakan oven diprogram sebagai 138 berikut ini: 100°C selama 4 menit, kemudian ditingkatkan menjadi 240°C dengan kecepatan

3°C/menit dan dipertahankan pada suhu ini

139 selama 15 menit. Suhu injektor dan detektor masing-masing adalah 225°C dan 285°C.

140 Helium digunakan sebagai gas pembawa dan laju alir kolom adalah 0,8 ml/menit; dengan rasio

pemisahan

141 sebesar 200:1. Program ini didasarkan pada AOAC 996.06 (2001). Hasilnya dinyatakan sebagai 142

143

persentase total lipid. Analisis ini dilakukan pada empat ulangan (n=4) per sampel.

144 2.6 Evaluasi asam lemak bebas

145 Kandungan asam lemak bebas (FFA) ditentukan pada ekstrak TL menurut Lowry &

146 Tinsley (1976), dengan modifikasi dari Bernardez, Pastoriza, Sampedro, Herrera & Cabo 147 (2005). Konsentrasi FFA dihitung sebagai jumlah μM asam oleat berdasarkan a

148 kurva standar yang mencakup rentang 2-22 µmol. Hasil dinyatakan sebagai gram FFA / 100 g 149

150

total lipid.

151 2.7 Pengukuran oksidasi lipid

152 Metode yang dimodifikasi dari Lemon (1975) digunakan untuk mengukur reaktif asam tiobarbiturat 153 (TBARS). Sampel otot ikan (5,0 g) dihomogenisasi dengan 10,0 ml

154 larutan ekstraksi asam trikloroasetat (TCA) ( 7,5% TCA, 0,1% propil galat dan 0,1

155 Campuran EDTA yang disiapkan dalam air ultra-murni) menggunakan homogeniser dengan kecepatan maksimum selama 10

156 detik (Ultra-Turrax T-25 basic, IKA, Jerman). Sampel yang telah dihomogenisasi kemudian 157 disentrifugasi pada 5100 rpm selama 20 menit (TJ-25 Centrifuge, Beckmann Coulter, USA).

Supernatan

158 (0,5 ml) dikumpulkan dan dicampur dengan volume yang sama dari asam tiobarbiturat (0,02 M) dan 159 dipanaskan dalam penangas air pada suhu 95°C selama 40 menit. Sampel didinginkan di atas es dan 160 segera dimasukkan ke dalam pembaca pelat mikro 96 sumur (NUNC A / S Thermo Fisher Scientific, 161 Roskilde, Denmark) dan absorbansi yang diukur pada 530 nm (Tecan Sunrise, Austria). A

162 Kurva standar dibuat dengan menggunakan tetraetoksipropana. Hasilnya dinyatakan sebagai µmol dari 163 malonaldehida dietil asetal / kg otot basah.

164 Lipid hidroperoksida (PV) ditentukan dengan versi modifikasi dari besi 165 metode tiosianat (Santha & Decker Eric 1994). Total lipid diekstraksi dari 5,0 g

166 sampel dengan 10 ml larutan kloroform:metanol (1:1) dingin, yang mengandung 500 ppm BHT untuk 167 mencegah peroksidasi lebih lanjut selama proses ekstraksi. Natrium klorida (0,5 M) adalah

168 ditambahkan (5,0 ml) ke dalam campuran dan dihomogenisasi selama 30 detik sebelum disentrifugasi pada 5100

169 rpm selama 5 menit (Centrifuge TJ-25, Beckmann Coulter, USA). Lapisan kloroform adalah 170 dikumpulkan (500 µL) dan dicocokkan dengan 500 µL larutan kloroform:metanol. Jumlah total 171 dari 5 µL campuran amonium tiosianat (4 M) dan besi klorida (8 mM) ( 1:1) adalah

172 akhirnya ditambahkan. Sampel kemudian dibawa ke suhu kamar selama 10 menit dan dibaca pada suhu 500

173 nm pada spektrometer (Tecan Sunrise, Austria). Kurva standar disiapkan menggunakan cumene 174 hidroperoksida. Hasilnya dinyatakan sebagai mmol lipid hidroperoksida/kg otot basah.

175 Pembentukan senyawa fluoresen (OFR) ditentukan dengan Perkin Elmer LS 176 Spektrometer fluoresen 50B dengan pengukuran absorbansi pada 393/463 dan 327/415 nm 177 eksitasi/emisi maksimal menurut peneliti lain (Aubourg & Medina 1999). The

178 fluoresensi relatif (RF) dihitung sebagai RF = F / F_st , di mana F adalah fluoresensi sampel 179 intensitas pada setiap eksitasi / emisi maksimum dan F_st adalah intensitas fluoresensi a 180 larutan kina sulfat (1 µg/ml dalam 0,05M H₂ SO₄ ) pada panjang gelombang yang sesuai. The 181 Pergeseran fluoresensi (OFR) dihitung sebagai rasio antara dua nilai RF, yaitu OFR

182 = RF_393/463nm / RF_327/415nm , dan dianalisis pada fase organik yang dihasilkan dari lipid 183

184

ekstraksi yang telah dijelaskan sebelumnya (Bligh & Dyer 1959).

185 2.8 Evaluasi sensorik

186 Analisis deskriptif umum (GDA) (Stone & Sidel 2004) digunakan untuk menilai sampel yang dimasak 187 dari dua spesies ikan tanpa lemak. Sepuluh panelis, semuanya dilatih sesuai dengan standar

internasional

188 (ISO 1993b); termasuk deteksi dan pengenalan rasa dan bau, dilatih dalam penggunaan 189 dan dalam pengembangan dan penggunaan deskriptor, berpartisipasi dalam evaluasi sensorik.

190 Panel dilatih untuk mengenali karakteristik sensorik sampel dan mendeskripsikannya

191 intensitas setiap atribut untuk sampel yang diberikan menggunakan skala tidak terstruktur (dari 0 hingga

192 100%). Tiga puluh atribut sensorik untuk penampilan (3), bau (10), rasa (9) dan tekstur (8) 193 dievaluasi dengan menggunakan skala tidak terstruktur (0-100%) berdasarkan Sveinsdottir, dkk.

(2009).

194 Sebagian besar atribut dianalisis untuk otot terang dan otot gelap secara bersamaan, tetapi beberapa 195 dievaluasi secara terpisah untuk otot gelap dan otot terang. Atribut-atribut ini adalah: warna (gelap 196 dan otot ringan); rasa penyimpanan beku (otot ringan) dan rasa tengik (otot gelap).

197 Balok-balok tersebut dipotong menjadi bagian sampel yang sama (~40 g potongan) dan dimasak selama 5

198 menit dalam oven yang telah dihangatkan sebelumnya (Convotherm Elektrogeräte GmbH, Eglfing, Jerman) pada suhu 95-

199 100 ° C dengan sirkulasi udara dan uap, dan kemudian disajikan ke panel (suhu penyajian 200 suhu 65-75 °C). Setiap panelis mengevaluasi duplikat dari setiap sampel dalam urutan acak per 201 sesi (4 sampel untuk setiap sesi). Sistem terkomputerisasi (FIZZ, Versi 2.0, 1994-2000,

202 Biosystèmes) digunakan untuk perekaman data. Data GDA dikoreksi untuk efek level (efek 203 disebabkan oleh perbedaan level antara penilai dan replikasi) dengan metode Thybo &

204 205

Martens (2000).

206 2.9 Analisis data dan korelasi

207 Analisis statistik dilakukan di Microsoft Office Excel 2010 (Microsoft Inc, Redmond, 208 Wash., U.S.A.) dan SigmaStat 3.5 (Dundas Software Ltd., GmbH, Jerman). Salah satu cara 209 ANOVA, uji Duncan dan korelasi Pearson dilakukan pada rata-rata nilai

210 211

yang diperoleh. Batas tingkat signifikansi ditetapkan pada 95% (p <0,05).

212 3. Hasil dan diskusi 213 3.1 Komposisi kimia

214 Kandungan air pada otot gelap dan otot terang ikan sidat serupa, berkisar antara 79,7-81,0%. Kadar air

215 Otot gelap hoki memiliki kadar air yang jauh lebih rendah (74,2-75,3%) daripada otot terang

216 dibandingkan dengan kontrol (79,8-81,6%). Tidak ada perubahan signifikan dalam kadar air yang diamati selama

217 penyimpanan beku untuk kedua spesies. Rata-rata, total lipid (TL) pada otot terang dan gelap 218 saithe ditentukan masing-masing sebesar 0,6±0,1% dan 1,1±0,1%. Nilai yang sesuai untuk 219 hoki otot terang dan gelap masing-masing adalah 0,6±0,1% dan 7,6±2,3%. Total lipid 220 Isi otot ringan dari hoki dan saithe sesuai dengan yang dilaporkan sebelumnya

221 untuk spesies ikan putih (Huss 1995). Namun, untuk otot gelap, hasil saat ini

222 jauh lebih rendah dibandingkan dengan nilai yang dilaporkan sebelumnya, yang menunjukkan bahwa 223 lipid sebesar 5,5% (Dulavik, d k k . 1998) dan hoki sebesar 20-30% (MacDonald, Hall & Vlieg 2002), 224 masing-masing. Namun, penting untuk dicatat bahwa studi MacDonald, dkk. (2002)

225 menunjukkan fluktuasi musiman yang sangat luas dan variasi yang sangat tinggi antar individu ikan 226 dengan kandungan lipid otot gelap yang bervariasi dari 1,9% hingga 53,7%. Hal ini dapat menjelaskan 227 perbedaan yang diamati dalam kandungan lipid total otot gelap yang ditunjukkan di atas.

228 Pada bahan baku awal, fosfolipid adalah komponen utama dari total lipid

229 pada otot saithe yang terang dan gelap (masing-masing 60,2 ± 4,0%, 40,1 ± 6,0%) dan dalam cahaya 230 otot hoki (50,1±6,1%). Rasio fosfolipid jauh lebih rendah pada otot gelap

231 hoki atau 5,0±1,2% dari total lipid. Rasio fosfolipid yang rendah ini dapat mengindikasikan bahwa 232 sebagian besar lipid dalam otot gelap hoki terikat pada triasilgliserol. Selama dibekukan

233 penyimpanan, kehilangan kandungan fosfolipid yang signifikan terjadi pada semua sampel (data tidak ditampilkan).

234 Kandungan fosfolipid dipengaruhi oleh durasi penyimpanan dan suhu. Setelah 18 bulan

235 penyimpanan beku pada suhu -20 ° C, otot ringan dari hoki dan saithe menunjukkan 89,1% dan 88,2%

kehilangan

236 kandungan fosfolipid, masing-masing, dibandingkan dengan nilai awal. Kerugian yang sesuai untuk 237 sampel yang disimpan pada suhu -30°C masing-masing adalah 63,3% dan 39,5%. Perilaku serupa

ditemukan

238 untuk otot gelap di mana kehilangan fosfolipid yang lebih tinggi diamati untuk sampel yang disimpan pada suhu -20 ° C

239 dibandingkan dengan -30 °C. Penurunan kandungan fosfolipid berkorelasi secara signifikan dengan 240 waktu penyimpanan untuk otot-otot ringan saithe dan hoki (r =^- 0.86 dan r =^- 0.86, masing-masing).

The

241 Hasil saat ini menunjukkan bahwa fosfolipid sangat dipengaruhi oleh waktu penyimpanan dan 242

243

suhu.

244 3.2. Profil asam lemak

245 Komposisi asam lemak saithe dan hoki agak mirip dalam MUFA/PUFA/SFA 246 tingkat, dengan pengecualian otot gelap hoki (Tabel 1). Perbedaan utama antara

247 Otot gelap dan terang hoki memiliki jumlah asam lemak tak jenuh tunggal (MUFA) yang lebih tinggi 248 (40,1>20,2%) dan jumlah asam lemak tak jenuh ganda ( PUFA) yang lebih rendah ( 30,1<51,5%) di 249 masing-masing otot gelap dan terang. Dalam saithe dan hoki, baik otot gelap maupun otot terang, 250 asam lemak tak jenuh (MUFA dan PUFA) lebih banyak daripada asam lemak jenuh

251 (SFA). Di antara SFA, asam palmitat (C16: 0) sebagian besar dominan pada kedua spesies dan 252 otot, diikuti oleh asam stearat (C18:0). Jumlah asam palmitat secara signifikan

253 lebih tinggi pada otot terang dibandingkan dengan otot gelap untuk kedua spesies yang diuji. Tidak signifikan

254 Perubahan kandungan asam palmitat terdeteksi selama waktu penyimpanan untuk semua sampel.

Stearat

255 Kandungan asam secara signifikan lebih tinggi pada otot hoki yang terang dibandingkan dengan yang gelap

256 otot. Setelah 18 bulan penyimpanan beku, jumlah asam stearat sedikit meningkat, tetapi

257 secara signifikan, pada otot ringan hoki dan saithe dan peningkatan yang lebih tinggi diamati pada suhu -20 ° C

258 dibandingkan dengan -30 °C.

259 Di antara MUFA, asam oleat (C18: 1n9) adalah asam lemak yang paling dominan, 260 diikuti oleh asam eikosanat (C20: 1n9) untuk hoki dan saithe. MUFA berada di

261 secara signifikan lebih tinggi pada otot gelap dibandingkan dengan otot terang untuk kedua saithe 262 (masing-masing 20,7% dan 15,1%) dan hoki (masing-masing 40,1% dan 20,2%). Otot gelap hoki 263 memiliki jumlah MUFA yang jauh lebih tinggi dibandingkan dengan kelompok sampel lainnya. A 264 sedikit peningkatan asam oleat yang diamati pada otot gelap hoki setelah penyimpanan 18 bulan pada

suhu -20

265 C, tetapi tidak ada perubahan signifikan yang terdeteksi di antara kandungan MUFAs selama penyimpanan

266 periode untuk pengelompokan sampel.

267 Proporsi PUFA lebih tinggi pada lipid saithe dibandingkan dengan hoki terlepas dari 268 jenis otot. Lebih lanjut, proporsi PUFA secara signifikan lebih tinggi pada otot ringan ketika 269 dibandingkan dengan otot gelap (p<0,05) pada kedua spesies ikan tersebut. Otot gelap Hoki adalah 270 sangat rendah dalam PUFA dibandingkan dengan semua kelompok sampel lainnya. Dalam hal total

PUFA

271 ditemukan urutan sebagai berikut: otot terang (59,1%) > otot gelap

272 (55,0%) > hoki otot terang (51,5%) > hoki otot gelap (30,1%). Jumlah tertinggi dari

273 PUFA pada kedua spesies dikaitkan dengan senyawa n-3, dengan asam docosahexaenoic (DHA, 274 C22: 6n-3) menjadi yang paling melimpah diikuti oleh asam eicosapentaenoic (EPA, C20: 5n-3).

275 DHA serupa pada semua kelompok sampel, kecuali otot gelap hoki, di mana DHA

276 jauh lebih rendah dibandingkan dengan sampel lainnya. Kandungan EPA jauh lebih tinggi pada ikan sarden dibandingkan dengan

277 hoki terlepas dari jenis ototnya. Selain itu, jumlah EPA secara signifikan lebih tinggi pada ikan 278 otot terang dibandingkan dengan otot gelap (p<0,05).

279 Hilangnya PUFA n-3 rantai panjang yang pasti diamati pada saithe dan hoki, cahaya

280 dan otot gelap setelah 18 bulan penyimpanan beku, dengan kehilangan yang lebih besar diamati pada 281 Sampel disimpan pada suhu -20 °C. Jumlah DHA dan EPA pada kedua jenis otot menurun dengan 282 waktu penyimpanan yang lebih lama (data tidak ditampilkan). DHA sangat tidak stabil pada semua

sampel yang diuji

283 dan kerugian yang lebih tinggi diamati untuk suhu penyimpanan yang lebih tinggi (-20 ° C). Kedua tempat tidur

284 otot terang dan gelap menunjukkan kehilangan DHA yang secara signifikan lebih tinggi (p<0,05) dibandingkan dengan

285 sampel yang disimpan pada suhu -20 °C. Studi Dulavik dkk. (1998) menunjukkan penurunan yang agak kecil dari

286 DHA dalam otot yang terang, sedangkan DHA dalam otot yang gelap lebih mudah dihancurkan.

287 Demikian pula, Xing, Yoo, Kelleher, Nawar & Hultin (1993) tidak mengamati adanya perubahan dalam

288 komposisi asam lemak otot ikan kod setelah disimpan pada suhu -20 °C selama 32 minggu. Karena bahannya

289 yang digunakan dalam penelitian ini dibekukan sebagai blok, hilangnya n-3 PUFA yang diamati pada kedua

290 otot terang dan gelap dapat dikaitkan dengan orientasi fillet di dalam ikan beku

291 blok. Secara umum, balok ikan beku yang diuji di sini datang dengan fillet yang diorientasikan dengan 292 otot gelap ke dalam dan otot terang ke luar. Lebih lanjut, perlu disebutkan bahwa

293 294

Kandungan asam lemak total tidak terpengaruh secara signifikan selama periode penyimpanan.

295 3.3. Kerusakan lipid

296 Data hidroperoksida lipid untuk semua pengelompokan sampel dirangkum dan ditampilkan dalam 297 Gambar 1. Pembentukan peroksida pada fillet ikan yang diuji tampaknya sangat kuat.

298 tergantung. Saithe (Gambar 1A) sangat stabil selama 12 bulan pertama penyimpanan 299 terlepas dari suhu penyimpanan (p>0,05). Namun, setelah 18 bulan penyimpanan beku, a 300 sedikit, namun signifikan, peningkatan peroksida diamati pada kedua jenis otot. Hidroperoksida 301 sedikit lebih jelas pada sampel yang disimpan pada suhu -20 °C dibandingkan dengan -30 °C 302 (p<0.05). Dibandingkan dengan saithe, otot hoki (Gambar 1B) menunjukkan lebih banyak 303 pembentukan peroksida yang jelas dan lebih progresif dari waktu ke waktu pada kedua suhu

penyimpanan.

304 Setelah 18 bulan penyimpanan, peningkatan tajam peroksida diamati dengan sangat

305 tingkat yang lebih tinggi dicapai dalam sampel yang disimpan pada suhu -20 ° C dibandingkan dengan sampel yang disimpan

306 pada suhu -30 ° C (p<0,05). Otot gelap Hoki yang disimpan pada suhu -20 ° C menunjukkan peningkatan yang hampir linier

307 peroksida selama periode penyimpanan (r = 0,87). Otot gelap hoki terbukti jauh lebih

308 rentan terhadap oksidasi lipid jika dibandingkan dengan otot ringan pada kedua suhu penyimpanan.

309 Perilaku dalam penyimpanan beku ini mirip dengan yang diperoleh dari spesies ikan berlemak 310 (Undeland, Stading & Lingnert 1998).

311 Perbedaan nyata dalam pembentukan peroksida antara otot hoki terang dan otot gelap adalah 312 kemungkinan besar karena kandungan lipid yang jauh lebih tinggi di otot gelap (ingat dari atas 313 7,6±2,3% vs 0,6±0,1% pada otot ringan). Ini mungkin juga menjadi alasan mengapa saithe tampak

seperti

314 lebih tahan lama selama penyimpanan beku jika dibandingkan dengan hoki; total lipidnya untuk terang dan gelap

315 otot adalah 0,6±0,1% dan 1,1±0,1, masing-masing. Adanya pro-oksidan aktif seperti

316 hemoglobin (Richards & Hultin 2002) juga dapat menjelaskan nilai peroksida yang tinggi dalam gelap 317 otot hoki, karena pendarahan di atas kapal bukanlah hal yang umum terjadi pada spesies ikan ini. The 318 Jumlah kandungan besi hemoglobin dari bahan awal dievaluasi dalam rangka

319 studi paralel dan enam kali lipat lebih tinggi pada otot gelap hoki dibandingkan dengan otot terang.

320 Kandungan zat besi dalam otot terang dan otot gelap mirip dengan kadar yang terkandung dalam 321 otot cahaya hoki (data tidak ditampilkan).

322 Hasil analisis TBARS, penanda penguraian lipid sekunder

323 produk oksidasi, juga tampak pada Gambar 1. Hasil TBARS untuk saung gelap dan terang 324 otot (Gambar 1C) menunjukkan pembentukan produk oksidasi sekunder yang rendah/tidak ada

hingga bulan ke-6,

325 diikuti dengan peningkatan tajam hingga bulan ke-12, setelah itu hanya nilai otot gelap

326 terus meningkat. Peningkatan pembentukan TBARS yang secara signifikan lebih tinggi (p<0,05) muncul

327 dalam sampel yang disimpan pada suhu -20 ° C, untuk kedua jenis otot, menunjukkan efek perlindungan untuk

328 sampel disimpan pada suhu -30 °C. Studi oleh Dulavik, dkk. (1998) tentang otot gelap dan terang 329 menunjukkan hasil yang sama di mana pembentukan oksidasi yang lebih agresif diperoleh pada suhu

yang lebih tinggi

330 suhu penyimpanan beku. Hasil untuk sampel otot ringan hoki yang disimpan pada suhu -20 dan -30 °C 331 (Gambar 1D) menunjukkan sedikit pembentukan TBARS selama masa penyimpanan. Otot gelap hoki 332 Namun, sampel menunjukkan perkembangan TBARS yang nyata pada 3 dan 6 bulan, untuk sampel 333 disimpan pada suhu -20 dan -30 °C, masing-masing. Hasil ini sejalan dengan hasil peroksida untuk 334 sampel otot gelap hoki (Gambar 1B).

335 Produk oksidasi lipid tersier diselidiki dengan menggunakan sifat fluoresen

336 dalam fase organik (OFR) yang dihasilkan dari ekstraksi Bligh dan Dyer (1959) (hasilnya adalah 337 dirangkum dalam Gambar 2). Hal yang perlu diperhatikan dalam hasil OFR adalah perilaku hoki 338 otot gelap (Gambar 2B), yang relatif datar selama periode penyimpanan. Hal ini dapat

339 berpotensi disebabkan oleh perbedaan komposisi kimiawi lipid yang disebutkan di atas dalam

340 otot gelap hoki (terikat trigliserida), dibandingkan dengan tiga jenis sampel lainnya 341 (terikat fosfolipid). Menurut peneliti lipid lainnya (Frankel 1998), lipid yang larut dalam 342 Senyawa fluoresensi diyakini dihasilkan dari fosfolipid teroksidasi, atau dari

343 ester asam lemak teroksidasi dengan adanya fosfolipid. Berbeda dengan otot gelap, otot

344 otot ringan hoki menunjukkan OFR yang jauh lebih tinggi serta peningkatan yang lebih tinggi pada sampel

345 disimpan pada suhu penyimpanan yang lebih tinggi -20 °C. Hasil OFR yang sebanding diperoleh untuk

346 otot terang dan otot gelap (Gambar 2A) seperti halnya otot terang hoki. Temuan serupa pada otot 347 efek pengawet dari suhu penyimpanan selama penyimpanan beku telah dilaporkan dalam

348 literatur (Dulavik, dkk. 1998; Aubourg, dkk. 2007).

349 Evolusi asam lemak bebas (FFA) dalam sampel ikan yang disimpan selama 18 bulan

350 periode tersebut dirangkum dan ditampilkan juga pada Gambar 2. Seperti halnya data OFR, data FFA 351 mengikuti pola keseluruhan yang serupa antara jenis sampel dengan otot gelap hoki (Gambar

352 2D) berdiri terpisah. Tidak seperti otot gelap hoki, otot terang hoki serta saithe

353 otot terang dan gelap (Gambar 2C) menunjukkan peningkatan yang stabil dalam kandungan FFA di seluruh

354 periode penyimpanan. Perbedaan yang teramati antara otot gelap hoki dan tiga otot lainnya 355 jenis sampel dapat dijelaskan oleh perbedaan komposisi lipid yang terkandung. Ingat saja 356 sekitar 5% dari total lipid otot gelap hoki terdiri dari fosfolipid,

357 sedangkan otot terang hoki dan otot terang dan gelap saithe mengandung 40-60%

358 fosfolipid. Telah disarankan dalam literatur (Hardy, McGill & Gunstone 1979) bahwa a 359 penurunan kandungan fosfolipid selama penyimpanan ikan tanpa lemak dalam keadaan beku

merupakan faktor utama yang mendorong

360 akumulasi FFA. Hasil ini menunjukkan bahwa jenis otot dengan

361 rasio fosfolipid (otot gelap hoki) menunjukkan aktivitas hidrolitik terendah. Enzimatis yang lebih tinggi

362 Aktivitas di otot ringan juga dapat berkontribusi pada perbedaan ini karena FFA telah

363 dilaporkan banyak diproduksi selama penyimpanan beku sebagai hasil dari katalis enzim (Shewfelt 364 1981; Aubourg & Medina 1999). Sejalan dengan data OFR, data FFA menunjukkan

365 pengaruh perlindungan parsial dengan sampel yang disimpan pada suhu penyimpanan yang lebih rendah -30 ° C , untuk

366 semua sampel yang diuji. Menurut penelitian lain yang dilakukan pada spesies ikan tanpa lemak beku 367 (Aubourg & Medina 1999; Aubourg, Rey-Mansilla & Sotelo 1999), pembentukan FFA telah

368 telah terbukti sensitif terhadap waktu dan suhu penyimpanan. Selanjutnya, akumulasi FFA 369 telah berkorelasi dengan kurangnya penerimaan ikan beku karena FFA diketahui menyebabkan 370

371

kerusakan tekstur dengan berinteraksi dengan protein (Mackie 1993).

372 3.4. Evaluasi sensorik dan analisis korelasi

373 Hasil analisis deskriptif umum (GDA) untuk otot saithe dan hoki, otot terang dan gelap,

374 selama periode penyimpanan dirangkum dan ditampilkan pada Gambar 3. Sebagai atribut GDA yang 375 yang paling berhubungan dengan degradasi lipid adalah rasa 'tengik' dan ketertiban serta 'penyimpanan

beku'

376 rasa dan bau, ini adalah satu-satunya atribut yang disajikan. Seperti yang telah disebutkan sebelumnya, produk beku

377 penyimpanan dan rasa tengik dievaluasi secara terpisah pada otot terang dan otot gelap, 378 masing-masing. Skor GDA rata-rata di atas 20 pada skala 0 hingga 100, menunjukkan bahwa 379 sampel menjadi tengik (Sveinsdóttir, Martinsdottir, Hyldig, Jorgensen & Kristbergsson

380 2002). Seperti yang terlihat pada Gambar 3, baik saithe (Gambar 3B) dan hoki (Gambar 3D) gelap 381 sampel otot yang disimpan pada suhu -20°C secara signifikan (p<0,05) lebih tengik dalam hal rasa dan

bau

382 setelah periode 18 bulan dibandingkan dengan sampel yang disimpan pada suhu -30 °C. Hasil yang serupa adalah

383 yang diperoleh untuk atribut rasa dan bau penyimpanan beku untuk kedua cahaya tersebut (Gambar 384 3A) dan cahaya hoki (Gambar 3C). Hasil ini sampai batas tertentu dapat dikaitkan dengan protein 385 denaturasi dan pembentukan dimetilamina dan formaldehida dalam otot ringan selama

386 penyimpanan beku (Huss 1995). Penting untuk dicatat bahwa sampel hoki terang dan gelap adalah 387 sangat tengik setelah 18 bulan penyimpanan dan rasanya ditolak oleh sensorik

388 panel (yaitu seperti yang terlihat pada kurangnya batang untuk f-beku dan f-tengik pada 18 bulan pada Gambar 3C dan

389 3D, masing-masing). Hasil ini sesuai dengan data oksidasi lipid kimiawi 390 dirangkum di atas.

391 Analisis deskriptif sensorik dengan panel terlatih sering dianggap sebagai yang paling 392 alat yang ampuh untuk memantau oksidasi lipid (Broadbent & Pike 2003; Timm Heinrich, Xu, 393 Nielsen & Jacobsen 2003), tetapi analisis semacam itu seringkali cukup mahal dan memakan waktu.

Ini adalah

394 Oleh karena itu, sangat menarik untuk menemukan penanda kimiawi yang berkorelasi baik dengan hasil

395 evaluasi sensorik. Oleh karena itu, dalam penelitian ini, analisis korelasi dilakukan 396 antara data sensorik dan data fisikokimia yang diperoleh untuk menentukan apakah

397 penanda yang ada untuk otot ikan yang diuji (lihat Tabel 2 dan Tabel 3). Untuk cahaya yang tenang dan

398 sampel gelap, korelasi signifikan yang kuat (p<0,05) dengan bau penyimpanan beku adalah 399 diperoleh untuk waktu penyimpanan (r = 0,94 untuk keduanya), dekomposisi fosfolipid (r =^- 0,92

d a n ^-

400 0,77), FFA (r = 0,88 dan 0,89), OFR (r = 0,68 dan 0,78), dan TBARS (r = 0 , 88 dan 0,94).

401 Hubungan yang signifikan juga ditemukan untuk atribut bau tengik dengan cahaya matahari dan 402 sampel otot gelap berkorelasi dengan waktu penyimpanan (r = 0,68 untuk keduanya), FFA (r = 0,74

dan

403 0,78), OFR (r = 0,69 dan 0,78), dan peroksida (r = 0,72 dan 0,74). Rasa tengik (gelap 404 otot) dan atribut rasa penyimpanan beku (otot ringan) memiliki hubungan yang signifikan 405 di seluruh waktu penyimpanan (r = 0,77 dan 0,79), penguraian fosfolipid (r =^- 0,74 dan^- 0,76), 406 FFA (r = 0,84 dan 0,78) dan OFR (r = 0,80 dan 0,79).

407 Hasil korelasi yang dihasilkan antara data kimia dan sensorik untuk

408 Sampel hoki yang diuji tampak pada Tabel 3. Pada sampel hoki terang dan gelap, bau penyimpanan beku

409 Atribut secara signifikan (p<0,05) berkorelasi dengan waktu penyimpanan (r = 0,71 untuk keduanya), dan

410 penguraian fosfolipid (r =^- 0,76 dan^- 0,69). Atribut bau tengik secara signifikan

411 (p<0,05) berkorelasi dengan waktu penyimpanan (r = 0,85 untuk keduanya), kandungan fosfolipid (r

=^- 0,85 dan

412 ^-0,86), OFR (r = 0,75 dan 0,79), dan PV (r = 0,69 dan 0,70). Rasa tengik (otot gelap) dan 413 Atribut rasa penyimpanan beku (otot ringan) tidak memiliki korelasi yang sama di seluruh

414 parameter yang diuji (yaitu, kasus yang berlawanan dengan sampel yang sama). Hal ini logis karena cahaya dan

415 Otot gelap hoki jelas terbuat dari bahan yang sangat berbeda seperti yang dijelaskan di atas.

416 Atribut rasa tengik (otot gelap) pada hoki berkorelasi secara signifikan (p<0,05) dengan

417 waktu penyimpanan (r = 0,72) dan fosfolipid (r =^- 0,70), sedangkan rasa penyimpanan beku (light 418 otot) berkorelasi dengan FFA (r = 0,93) dan OFR (r = 0,87).

419 Berdasarkan hasil saat ini, tidak ada uji kimia yang jelas secara konsisten berkorelasi dengan keduanya

420 beku dan t e n g i k , atribut rasa dan bau pada kedua spesies yang dievaluasi. Hal ini dapat berupa 421 mencatat, bagaimanapun, bahwa penggunaan FFA dan OFR dalam kombinasi memang memiliki

potensi untuk memprediksi

422 banyak atribut sensorik yang dipilih dari frozen saithe dan hoki. FFA dan OFR meningkat dalam 423 sampel menunjukkan korelasi yang kuat dengan semua atribut sensorik terpilih yang diuji, 424 sedangkan mereka hanya berkorelasi signifikan dengan rasa beku pada sampel hoki. Ini 425 Perbedaan antara hoki dan saithe dapat dijelaskan oleh perbedaan sifat hoki yang gelap

426 otot dan rendahnya pembentukan FFA dan OFR di dalamnya selama periode penyimpanan. Bagus 427 korelasi juga telah diperoleh dalam literatur antara kriteria penerimaan sensorik

428 dari data ikan kembung beku dan FFA / OFR (Aubourg, Pineiro & González 2004), memberikan 429

430

kepercayaan terhadap pendekatan semacam itu.

431 4. Kesimpulan

432 Penelitian ini menunjukkan efek menguntungkan dari penyimpanan beku fillet ikan dalam jangka panjang pada suhu

433 -30°C vs. -20°C berdasarkan pengawetan fosfolipid serta pembentukan yang berkurang 434 asam lemak bebas (FFA), hidroperoksida, produk oksidasi tersier neon (OFR) dan

435 atribut ketengikan sensorik yang negatif. Oleh karena itu, dapat direkomendasikan untuk menyimpan ikan-ikan ini

436 pada suhu -30°C daripada -20°C untuk mendapatkan masa penyimpanan yang lebih lama. Lebih jauh lagi, meskipun

437 saithe dan hoki adalah spesies ikan tanpa lemak dari ordo gadiformes, lipidnya 438 komposisi dan stabilitas secara signifikan berbeda; terutama antara otot gelap

439 kedua spesies tersebut. Asam lemak tak jenuh ganda (PUFA) adalah lipid yang dominan dalam gelap 440 otot saithe, sementara kadar asam lemak tak jenuh tunggal (MUFA) secara signifikan lebih tinggi 441 daripada PUFA dalam otot gelap hoki. Selanjutnya, otot gelap hoki mengandung enam kali lipat lebih

tinggi

442 kandungan lipid dan sebagian besar terikat pada triasilgliserol, sebagai lawan dari

443 terikat pada fosfolipid yang umum ditemukan pada semua jaringan otot lain yang diuji. Korelasi 444 Analisis berbagai parameter yang diukur dalam penelitian ini menunjukkan bahwa FFA dan OFR 445 dapat berfungsi sebagai penanda kimiawi untuk atribut sensorik negatif seperti penyimpanan beku dan 446

447

rasa tengik; hal ini terutama terjadi pada jaringan otot ringan di seluruh spesies.

448 Ucapan Terima Kasih

449Penulis ingin mengucapkan terima kasih kepada Nestlé atas dukungan finansial dan penyediaan 450

451

bahan baku ikan untuk penelitian ini.

452 Referensi

453 AOAC (2001). Metode resmi Ce 996.06. Lemak (Total, Jenuh, dan Tidak Jenuh) dalam Makanan, 454 Metode Kromatografi Gas Ekstraksi Hidrolitik. Champaign, Illinois: Amerika

455 masyarakat ahli kimia minyak.

456 AOCS (1998). Metode resmi Ce 1b-89. Dalam Firestone, D. (Ed.), Metode resmi dan

457 praktik-praktik yang direkomendasikan oleh masyarakat ahli kimia minyak Amerika.

Champaign, IL:

458 Masyarakat Ahli Kimia Minyak Amerika.

459 Aubourg, S., Lago, H., Sayar, N. & González, R. (2007). Kerusakan lipid selama penyimpanan beku 460 spesies Gadiform yang ditangkap pada musim yang berbeda. Eur. J. Ilmu Pengetahuan Lipid,

Teknologi, 109,

461 608-616

462 Aubourg, S. & Medina, I. (1999). Pengaruh waktu dan suhu penyimpanan pada lipid

463 kerusakan selama ikan kod (Gadus morhua) dan ikan haddock (Melanogramus aeglefinus) 464 penyimpanan beku. J Sci Food Agric, 79, 1943-1948

465 Aubourg, S., Pineiro, C. & González, M. J. (2004). Penurunan kualitas yang terkait dengan ketengikan 466 perkembangan selama penyimpanan beku ikan kembung (Trachurus trachurus). JAOCS,

467 81, 671-678

468 Aubourg, S., Rey-Mansilla, M. & Sotelo, CG (1999). Kerusakan lipid diferensial dalam berbagai 469 zona otot ikan hake beku (Merluccius merluccius). Z Lebensm Unters Forsch A,

470 208, 189-193

471 Bateman, L., Hughs, H. & Morris, AL (1953). Dekomposisi hidroperoksida dalam hubungannya dengan

472 inisiasi reaksi berantai radikal. Cakram Faraday Soc, 4, 190-194

473 Bernardez, M., Pastoriza, L., Sampedro, G., Herrera, J. J. R. & Cabo, M. L. (2005). Dimodifikasi 474 metode untuk analisis asam lemak bebas pada ikan. J. Agric. Kimia Pangan, 53, 1903-

475 1906

476 Bligh, E. G. & Dyer, W. J. (1959). Metode ekstraksi dan pemurnian total yang cepat. Bisa. J.

477 Biokimia. Fisiol., 37, 911-917

478 Broadbent, C. & Pike, O. (2003). Indeks stabilitas minyak berkorelasi dengan penentuan sensorik 479 stabilitas oksidatif dalam minyak kanola. Jurnal Masyarakat Ahli Kimia Minyak Amerika, 80,

59-

480 63

481 Dulavik, B., Sörensen, KR, Barstad, H., Horvli, O. & Olsen, RL (1998). Oksidatif

482 stabilitas otot terang dan gelap ikan sait (Pollachius virens L.) yang dibekukan. Jurnal 483 Lipid Makanan, 5, 233-245

484 Erikson, U., Sigholt, T., Rustad, T., Einarsdottir, I. E. & Jørgensen, L. (1999). Kontribusi dari 485 Pendarahan hingga Stres Penanganan Total Selama Penyembelihan Salmon Atlantik.

Akuakultur

486 Internasional, 7, 101-115

487 Frankel, N. (1998). Metode untuk menentukan tingkat oksidasi. Dalam Frankel, N. (Ed.), Lipid 488 oksidasi (hal. 79-98). Dundee, Skotlandia: Oily Press.

489 Gutteridge, J. M. C. (1988). Peroksidasi lipid: Beberapa masalah dan konsep. Dalam Halliwell, B.

490 (Ed.), Radikal Oksigen dan Simposium Cedera Jaringan (hal. 9-19). Bethesda, MD:

491 Federasi Perhimpunan Biologi Eksperimental Amerika.

492 Hardy, R., McGill, AS & Gunstone, FD (1979). Perubahan lipid dan autooksidatif pada suhu dingin 493 ikan kod (Gadus morhua L.) yang disimpan. J Sci Food Agric, 30, 999-1006

494 Hultin, OH (1994). Oksidasi lipid dalam makanan laut. Dalam Shahidi, F. & Botta, J. R. (Ed.), 495 Kimia, Pengolahan, Teknologi dan Kualitas Hasil Laut (hal. 49-74). London:

496 Blackie A&P.

497 Huss, H. H. (1995). Perubahan mutu dan kualitas pada ikan segar. Makalah Teknis Perikanan FAO 498- T348.

499 ISO (1993a). Penentuan kadar air dan bahan mudah menguap lainnya (6496). Jenewa, 500 Swiss: Organisasi Internasional untuk Standardisasi,

501 ISO (1993b). Panduan umum analisis sensorik untuk pemilihan, pelatihan, dan pemantauan 502 asesor (8586). Bagian 1: asesor terpilih. Jenewa, Swiss: The International

503 Organisasi untuk Standardisasi,

504 Lemon, D. W. (1975). Uji TBA yang disempurnakan untuk ketengikan. Surat Edaran Seri Baru No.

51,

505 Laboratorium Halifax, Halifax, Nova Scotia,

506 Lowry, R. & Tinsley, I. (1976). Penentuan kolorimetri cepat asam lemak bebas. JAOCS,

507 53, 470-472

508 Lubis, Z. & Buckle, K. (1990). Ketengikan dan oksidasi lipid pada ikan sarden asin kering. Int. J.

509 Ilmu dan Teknologi Pangan, 25, 295-303

510 MacDonald, G A , Hall, BI & Vlieg, P. (2002). Perubahan musiman pada ikan hoki (Macruronus 511 novaezelandie) - Implikasi terhadap kualitas dan hasil panen. Jurnal Produk Makanan

Perairan

512 Teknologi, 11, 35-51

513 Mackie, I. M. (1993). Efek pembekuan pada protein daging. Food Reviews International, 9, 514575-610

515 Pearson, A., Gray, J. I., Wolzak, A. M. & Horenstein, N. A. (1983). Implikasi keselamatan dari 516 lipid teroksidasi dalam makanan berotot. Teknologi Pangan, 37, 121-129

517 Pigott, GM & Tucker, B. (1987). Ilmu pengetahuan membuka cakrawala baru untuk lipid laut pada manusia

518 nutrisi. Food Reviews International, 3, 105-138

519 Richards, M. & Hultin, OH (2002). Kontribusi darah dan komponen darah terhadap lipid 520 oksidasi pada otot ikan. J Agric Food Chem, 50, 555-564

521 Roldán, H A , Roura, SI, Montecchia, C I , Borla, OP & Crupkin, M. (2005). Lipid

522 perubahan pada fillet yang disimpan dalam keadaan beku dari ikan hake (Merluccius hubbsi) sebelum dan sesudah pemijahan

523 marini). Jurnal Biokimia Pangan, 29, 187-204

524 Santha, N. C. & Decker Eric, A. (1994). Spektrofotometri cepat, sensitif, dan berbasis zat besi 525 metode untuk menentukan nilai peroksida lipid makanan. Asosiasi Pejabat

526 Analytical Chemists International, 77, 421-424

527 Shewfelt, R. (1981). Lipolisis otot ikan - sebuah tinjauan. Jurnal Biokimia Pangan, 5, 79-

528 100

529 Sörensen, N. K., Brataas, R., Nyvold, T. E. & Lauritzsen, K. (1995). Pengaruh dari pendidikan awal 530 pengolahan (pra-pengawetan) terhadap kualitas ikan. Dalam Luten, B. J., Börresen, T. &

Oehlenschläger,

531 J. (Ed.), Makanan laut dari produsen ke konsumen, pendekatan terpadu terhadap kualitas (pp.

253-

532 263). Amsterdam: Elsevier Science B.V.

533 Stewart, J. C. M. (1980). Penentuan kolorimetri fosfolipid dengan amonium 534 ferrothiocyanate. Biokimia Analitik, 104, 10-14

535 Stone, H. & Sidel, J. L. (2004). Analisis deskriptif. Dalam Stone, H. & Siedel, J. (Ed.), Sensory 536 Praktik-praktik evaluasi, Edisi ke-3 (hal. 201-244). Amsterdam: Elsevier.

537 Sveinsdottir, K., Martinsdottir, E., Green-Petersen, D., Hyldig, G., Schelvis, R. & Delahunty, 538 C. (2009). Karakteristik sensorik berbagai produk ikan kod yang terkait dengan konsumen 539 preferensi dan sikap. Kualitas dan Preferensi Makanan, 20, 120-132

540 Sveinsdóttir, K., Martinsdottir, E., Hyldig, G., Jorgensen, B. & Kristbergsson, K. (2002).

541 Penerapan skema Quality Index Method (QIM) dalam studi umur simpan produk pertanian 542 Ikan salmon Atlantik (Salmo salar). Jurnal Ilmu Pangan, 67, 1570-1579

543 Thybo, A. & Martens, M. (2000). Analisis penilai sensorik dalam pembuatan profil tekstur 544 kentang dengan pemodelan multivariat. Kualitas dan Preferensi Makanan, 11, 283-288 545 Timm Heinrich, M., Xu, X., Nielsen, NS & Jacobsen, C. (2003). Stabilitas oksidatif dari

546 lipid terstruktur yang dihasilkan dari minyak bunga matahari dan asam kaprilat. European Journal of

547 Ilmu Pengetahuan dan Teknologi Lipid, 105, 436-448

548 Undeland, I., Stading, M. & Lingnert, H. (1998). Pengaruh pengulitan terhadap oksidasi lipid dalam 549 lapisan horizontal yang berbeda dari ikan haring (Clupea harengus) selama penyimpanan

beku. Jurnal

550 ilmu pangan dan pertanian, 78, 441-450

551 Wasasundara, U. U. & Shahidi, F. (1994). Ekstrak kanola sebagai antioksidan alternatif untuk 552 minyak kanola. J. Am. Kimia Minyak. Soc., 71, 817-822

553 Xing, Y., Yoo, Y., Kelleher, S. D., Nawar, W. & Hultin, H. O. (1993). Kurangnya perubahan dalam 554 komposisi asam lemak ikan kembung dan ikan kod selama penyimpanan es dan beku. Jurnal 555 Lipid Makanan, 1, 1-14

556 557 558

559 560

Keterangan Gambar

561 Gambar 1. Pembentukan lipid hidroperoksida (mmol/kg otot) dan asam tiobarbiturat reaktif

562 pembentukan zat (TBARS; µmol MDA/kg sampel) pada otot terang dan otot gelap ikan sidat (A 563 dan C) dan hoki (B dan D), disimpan pada suhu -30°C dan -20°C selama 18 bulan. Batang mewakili

564 565

standar deviasi untuk sampel yang diuji (n=6).

566 Gambar 2. Evolusi rasio pergeseran fluoresen (OFR) dan asam lemak bebas (FFA) dalam cahaya dan 567otot gelap saithe (A dan C) dan hoki (B dan D) selama 18 bulan penyimpanan beku pada suhu -

568 569

30 °C dan -20 °C. Batang menunjukkan deviasi standar untuk sampel yang diuji (n=6).

570 Gambar 3. Perubahan skor GDA untuk rasa (f) dan bau (o) penyimpanan tengik dan penyimpanan beku

571 dikembangkan dalam otot terang dan gelap saithe (A dan B) dan hoki (C dan D), masing-masing, selama

572 Penyimpanan beku selama 18 bulan pada suhu -20°C dan - 3 0 ° C . Parameter f-beku hanya dievaluasi pada

573 otot terang, sedangkan f-tengik hanya dievaluasi pada otot gelap kedua spesies ikan.

574 ^a-b Huruf yang berbeda dalam atribut sensorik menunjukkan perbedaan yang signifikan di antara keduanya

575 576

suhu penyimpanan pada (p<0,05).

Gambar 1

Gambar 2

Gambar 3

2 Tabel 1. Komposisi asam lemak (g/100g total lipid) dari otot terang dan gelap saithe dan hoki yang disimpan pada suhu -20°C dan -30°C selama 18 bulan 3 (n=4; rata-rata±stdv.).

Jenis otot

Penyimpanan

kond. C16:0 C16: 1n7 C18:0 C18: 1n7 C18: 1n9 C20: 1n9 C20: 4n3 C20: 4n6 C20: 5n3 C22: 1n9 C22: 5n3 C22:6n3 ∑MUFA ∑PUFA ∑SFA ∑n3 ∑n6

Saithe otot yang ringan

Kontrol 17.74 0.82 3.88 2.37 6.78 1.75 0.60 1.66 13.44 0.61 1.25 40.05 15.06 59.05 23.54 56.08 2.89

±0.32^a ±0.14^a ±0.13^a ±0.12^a ±0.26^a ±0.12^a ±0.03^a ±0.15^a ±0.53^a ±0.04^a ±0.05^a ±2.01^a ±0.21^a ±0.34^a ±0.24^a ±0.25^a ±0.21^a

-30 °C 17.44 0.72 4.17 2.28 6.78 1.73 0.63 1.70 11.80 0.53 1.28 39.44 14.37 56.87 23.29 55.52 2.73

±0.79^a ±0.12^a ±0.01^b ±0.29^a ±0.54^a ±0.41^a ±0.14^a ±0.02^a ±0.71^b ±0.05^a ±0.25^a ±2.44^a ±1.66^a ±1.01^b ±0.72^a ±1.27^a ±0.00^a

-20 °C 17.47 0.78 4.34 2.28 7.43 1.81 0.65 1.85 11.00 0.51 1.20 33.55 15.25 55.45 23.66 54.12 3.01

±0.58^a ±0.20^a ±0.04^c ±0.31^a ±0.70^a ±0.01^a ±0.01^a ±0.20^a ±0.33^b ±0.05^a ±0.10^a ±4.56^b ±1.19^a ±1.79^b ±0.73^a ±1.99^a ±0.35^a

Saithe otot gelap

Kontrol 14.60 0.87 4.41 3.53 9.25 2.75 0.68 1.50 9.33 1.06 1.56 38.81 20.68 55.01 20.48 52.95 3.14

±0.33^a ±0.08^a ±0.18^a ±0.23^a ±0.15^a ±0.22^a ±0.04^a ±0.06^a ±0.22^a ±0.07^a ±0.16^a ±0.38^a ±0.59^a ±0.42^a ±0.25^a ±0.22^a ±0.06^a

-30 °C 15.15 0.78 4.41 3.18 8.49 2.50 0.70 1.58 9.28 0.92 1.51 38.14 18.81 54.62 20.99 52.85 3.07

±0.10^b ±0.02^a ±0.01^a ±0.17^a ±0.35^b ±0.25^a ±0.13^a ±0.07^a ±0.59^a ±0.01^b ±0.23^a ±1.20^a ±0.26^b ±0.13^a ±0.08^a ±0.12^a ±0.16^a

-20 °C 14,50^a 0,86 4.42 3.44 9.76 2.72 0.70 1.64 7.90 1.03 1.44 36.41 20.84 53.04 20.40 51.28 3.21

±0.01 ±0.11^a ±0.05^a ±0.16^a ±0.57^a ±0.05^a ±0.01^a ±0.12^a ±0.56^b ±0.06^a ±0.00^a ±1.47^b ±0.75^a ±0.61^b ±0.07^a ±0.75^b ±0.23^a

Otot ringan Hoki

Kontrol 20.17 1.68 4.06^a 2.32 9.18 3.39 0.85 1.19 6.49 1.90 1.52 38.46 20.17 51.5 26.42 48.43 2.75

±0.35^a ±0.37^a ±0.16 ±0.13^a ±1.21^a ±0.83^a ±0.12^a ±0.08^a ±0.20^a ±0.64^a ±0.07^a ±0.87^a ±3.29^a ±3.38^a ±0.09^a ±0.33^a ±0.10^a

-30 °C 20.90 1.56 4.43 1.93 8.22 3.02 0.85 1.39 6.18 1.73 1.54 35.26 18.03 47.87 27.35 46.15 2.86

±0.25^a ±0.25^a ±0.25 ±0.25 ±0.25^{b a a a} ±0.25±0.25^a ±0.25^ab ±0.25^a ±0.25^a ±0.25^a ±0.25^b ±0.25^a ±0.25^b ±0.25^b ±0.25 ±0.25^{b a}

-20 °C 20.07 1.86 4.64 1.97 9.74 3.18 0.85 1.73 5.91 1.75 1.53 31.00 20.23 46.22 26.89 44.42 2.80

±0.32^a ±0.29^a ±0.15^b ±0.09^a ±1.93^a ±0.05^a ±0.01^a ±0.32^b ±0.23^b ±0.25^a ±0.01^a ±1.94^c ±2.19^a ±2.08^b ±0.13^b ±1.99^b ±0.15^a

Otot gelap Hoki

Kontrol 18.09 4.05 2.85 3.59 16.04 8.31 1.60 0.71 6.99 5.26 1.57 12.43 40.06 30.10 26.00 26.31 3.20

±0.40^a ±0.14^a ±0.09^a ±0.08^a ±0.47^a ±0.44^a ±0.11^a ±0.05^a ±0.39^a ±0.68^a ±0.05^a ±0.73^a ±1.31^a ±1.05^a ±0.37^a ±0.45^a ±0.09^a

-30 °C 17.49 4.07 2.93 2.91 15.07 8.20 1.73 1.19 6.85 5.48 1.59 12.60 38.29 30.04 25.28 26.88 3.44

±0.12^a ±0.05^a ±0.03^a ±0.08^b ±0.27^a ±0.21^a ±0.02^a ±0.02^b ±0.14^a ±0.53^a ±0.05^a ±0.07^a ±0.36^b ±0.07^a ±0.13^b ±0.16^b ±0.05^b

-20 °C 17.36 4.52 2.76 3.00 17.48 8.19 1.68 1.30 6.05 4.93 1.52 9.73 40.8 27,86^b 25,19^b 24,67 3.40

±0.03^a ±0.54^a ±0.15^a ±0.24^b ±3.88^a ±0.02^a ±0.01^a ±0.19^b ±0.66^b ±0.92^a ±0.01^a ±1.39^b ±1.98^a ±1.41 ±0.32 ±3.30^a ±0.08^b

4 ^a-c Huruf yang berbeda dalam kolom pada setiap jenis otot menunjukkan perbedaan yang signifikan pada (p<0,05).

2

581 Tabel 2. Matriks korelasi (Pearson) untuk beberapa parameter^a yang dievaluasi untuk cahaya matahari dan

582 ^b otot gelap selama 18 bulan penyimpanan beku pada suhu -20°C dan -30°C.

PL FFA OFR TBARS PV f-beku^d o-beku f-tengik^e o-tengik

ST -0.86^c 0.75 0.56 0.79 0.61 0.79 0.94 NA 0.68

-0.62 0.77 0.67 0.93 0.63 NA 0.94 0.77 0.68

PL -0.94 -0.71 -0.83 -0.72 -0.76 -0.92 NA -0.73

-0.95 -0.75 -0.81 -0.47 NA -0.77 -0.74 -0.66

FFA 0.86 0.87 0.63 0.78 0.88 NA 0.74

0.90 0.89 0.57 NA 0.89 0.84 0.78

OFR 0.58 0.62 0.79 0.68 NA 0.69

0.73 0.54 NA 0.78 0.80 0.78

TBARS 0.48 0.58 0.88 NA 0.51

0.69 NA 0.94 0.82 0.75

PV 0.66 0.54 NA 0.72

NA 0.511 0.54 0.74

f-beku 0.84 NA 0.91

NA NA NA

o-beku NA 0.76

0.88 0.76

f-tengik NA

0.92

583 ^aSingkatan: ST (waktu penyimpanan), FFA (asam lemak bebas), OFR (nilai rasio fluoresensi dalam 584 fase organik), TBARS (zat reaktif asam tiobarbiturat), PV (nilai peroksida), f-tengik

585 dan o-tengik (rasa dan bau tengik, masing-masing), f-beku dan o-beku (penyimpanan beku) 586 rasa dan bau).

587 ^bNilai yang menampilkan otot gelap diekspresikan dalam cetakan miring.

588 ^cHuruf tebal menunjukkan signifikansi statistik pada (p<0,05).

589 ^df-frozen hanya dievaluasi pada otot ringan.

590 ^ef-tengik hanya dievaluasi pada otot gelap.

591

592 593

594 Tabel 3. Matriks korelasi (Pearson) untuk beberapa parameter^a yang dievaluasi untuk cahaya hoki dan 595 otot gelap^b selama 18 bulan penyimpanan beku pada suhu -20°C dan -30°C.

PL FFA OFR TBARS PV f-beku^d o-beku f-tengik^e o-tengik

ST -0.86^c 0.57 0.68 0.91 0.68 0.56 0.71 NA 0.85

-0.92 0.37 0.55 0.71 0.87 NA 0.71 0.72 0.85

PL -0.68 -0.79 -0.74 -0.70 -0.62 -0.76 NA -0.85

-0.55 -0.76 -0.61 -0.87 NA -0.69 -0.70 -0.86

FFA 0.96 0.33 0.58 0.93 0.53 NA 0.60

0.85 0.19 0.60 NA 0.16 0.29 0.58

OFR 0.48 0.65 0.87 0.68 NA 0.75

0.23 0.62 NA 0.55 0.63 0.79

TBARS 0.73 0.42 0.59 NA 0.83

0.68 NA 0.12 0.16 0.39

PV 0.64 0.24 NA 0.69

NA 0.46 0.55 0.70

f-beku 0.47 NA 0.59

NA NA NA

o-beku NA 0.83

0.90 0.83

f-tengik NA

0.78

596 ^aSingkatan: ST (waktu penyimpanan), FFA (asam lemak bebas), OFR (nilai rasio fluoresensi dalam 597 fase organik), TBARS (zat reaktif asam tiobarbiturat), PV (nilai peroksida), f-tengik

598 dan o-tengik (rasa dan bau tengik, masing-masing), f-beku dan o-beku (penyimpanan beku) 599 rasa dan bau).

600 ^bNilai yang menampilkan otot gelap diekspresikan dalam cetakan miring.

601 ^cHuruf tebal menunjukkan signifikansi statistik pada (p<0,05).

602 ^df-frozen hanya dievaluasi pada otot ringan.

603 ^ef-tengik hanya dievaluasi pada otot gelap.

604 605

609 • Suhu penyimpanan yang lebih rendah (-30 ° C) menunjukkan efek pengawetan yang lebih signifikan

610 • Perbedaan mencolok yang teramati pada komposisi otot gelap kedua spesies 611 • Produk oksidasi dan hidrolisis lipid tersier berkorelasi kuat dengan sensorik 612

606 Sorotan

607 - Kerusakan lipid pada dua spesies ikan tanpa lemak selama penyimpanan beku dievaluasi.

608 - Komposisi dan degradasi lipid dievaluasi pada otot terang dan otot gelap