MENJADI LOGAM PERAK
TEORI Elektrodeposit
2. BAHAN DAN METODE 1 Bahan dan Alat Penelitian
2.3. Metode Analisis
Data yang diperoleh dianalisis dengan menggunakan analisis varian (uji F) dengan tingkat kesalahan 5% dan 1%. Apabila hasil analisis menunjukkan perlakuan berbeda sangat nyata maka pengujian dilanjutkan dengan uji Beda Nyata Jujur (BNJ).
3. HASIL DAN PEMBAHASAN
Aktivitas konsorsium bakteri pengok-sidasi ammonia dalam mengoksidasi ammonia yang dilakukan menggunakan sistem batch dengan perlakuan sumber karbon dan pH berbeda menunjukkan hasil yang berbeda. Sistem batch
merupakan “sistem tertutup” sederhana yang dapat digunakan untuk mengamati proses oksidasi ammonia dibawah kondisi fisiologis yang optimal bagi mikroorganisme untuk melakukan aktivitasnya dan dengan cara mengamati substrat awal dan substrat akhir.
Pusat Teknologi Limbah Radioaktif-BATAN
135 Gambar 1. Grafik Penurunan Kadar Ammonia (Ion Ammonium) Selama Perlakuan
Hasil uji aktivitas oksidasi ammonia (ion ammonium) terhadap masing-masing perlakuan dapat dilihat pada Gambar 1. Grafik pada Gambar 1 menunjukkan terjadinya penurunan kadar ammonia (ion ammonium) akibat adanya kombinasi perlakuan sumber karbon methanol, glukosa, dan asam asetat dengan pH 5, 7, dan 9 terhadap aktivitas konsorsium bakteri pengoksidasi ammonia, kecuali pada perlakuan CoPo. Perlakuan CoPo sebagai kontrol seharusnya
tidak menunjukkan penurunan kadar ammonia karena bakteri yang berperan dalam menurunkan kadar ammonia tidak tumbuh di dalam reaktor. Namun, hasil uji masih menunjukkan penurunan yang sangat kecil, yaitu dengan kadar penurunan rata-rata 0,77 ppm. Hal ini disebabkan terjadinya proses oksidasi ammonia menjadi nitrit atau nitrat tidak secara biologis tapi secara kimiawi.
Perlakuan tanpa pemberian sumber karbon dan pH netral (CoPoo) tetap menunjukkan
terjadinya proses oksidasi ammonia oleh bakteri pengoksidasi ammonia walaupun aktivitasnya lebih rendah dibanding perlakuan dengan penambahan sumber karbon. Konsorsium bakteri pengoksidasi ammonia pada perlakuan C1P1,
C1P2, C2P2, C3P2 menunjukkan aktivitas oksidasi
ammonia yang relatif rendah dibanding perlakuan yang lain seperti yang terlihat pada Gambar 1. Sebaliknya perlakuan C3P3, C3P1, C2P3, C1P3,
C2P1 menunjukkan aktivitas oksidasi ammonia
yang lebih tinggi dibanding keempat perlakuan yang lainnya. Kombinasi perlakuan pemberian sumber karbon asam asetat dan pH 9 (C3P3)
memiliki aktivitas oksidasi ammonia yang paling tinggi terlihat pada hari ke-21 yaitu dengan rata- rata kadar ammonia 412,84 ppm (Gambar 1).
Dalam studi sebelumnya diketahui bahwa penambahan senyawa organik asetat sebagai sumber karbon dapat meningkatkan laju aktivitas oksidasi ammonia menjadi nitrit atau nitrat [17]. Nilai pH yang basa juga sangat mendukung proses oksidasi ammonia [18]. Penurunan kadar ammonia yang tinggi tersebut didukung oleh populasi dan jenis bakteri yang hidup di dalam fermenter. Populasi bakteri pada perlakuan C3P3, C3P1, C2P3, C1P3, C2P1 diketahui
lebih banyak dibanding perlakuan C1P1, C1P2,
C2P2, C3P2, dan yang terbanyak adalah perlakuan
C3P3, sedangkan jenis bakteri yang hidup di dalam
reaktor kelima perlakuan tersebut juga lebih banyak, yaitu rata-rata 4 isolat dibanding keempat perlakuan lainnya, rata-rata 3 isolat. Hasil ini menunjukkan bahwa asam asetat dan pH 9 merupakan kombinasi perlakuan yang paling tinggi dalam menstimulasi aktivitas konsorsium bakteri dari kolam mina ayam.
Analisis sidik ragam (uji F) menunjukkan bahwa F hitung berbeda sangat nyata, artinya antar perlakuan sumber karbon dan pH memberikan pengaruh yang nyata terhadap aktivitas bakteri dalam mengoksidasi ammonia. Hal ini karena karakteristik bakteri pengoksidasi ammonia yang tumbuh dalam reaktor berbeda- beda sehingga aktivitas bakteri dalam mengoksidasi ammonia sangat bergantung pada kemampuannya untuk menggunakan karbon sebagai sumber energi dan pertumbuhan serta didukung pula oleh faktor lingkungan berupa pH.
Asam asetat dan pH 9 menjadi sumber karbon dan pH yang paling tinggi dalam meningkatkan aktivitas oksidasi ammonia. Sementara sumber karbon methanol dan pH 7 0 100 200 300 400 500 600 0 3 6 9 12 15 18 21 ka d a r a mmo n iu m ( p p m) hari pengamatan CoPo CoPoo C1P1 C1P2 C1P3 C2P1 C2P2 C2P3 C3P1 C3P2 C3P3
136
merupakan kombinasi perlakuan selain kontrol (CoPo dan CoPoo) yang paling lambat, yaitu dengan
rata-rata penurunan kadar ammonia 32,31 ppm, yang didapat dari selisih kadar ammonia awal dan akhir pada setiap ulangan. Uji BNJ dilakukan setelah analisis sidik ragam menghasilkan F hitung yang berbeda sangat nyata.
Hasil uji BNJ aktivitas oksidasi ammonia oleh konsorsium bakteri dengan sumber karbon dan pH berbeda (Tabel 1) menunjukkan bahwa perlakuan kontrol CoPo memberikan hasil yang
paling rendah, perlakuan CoPoo, C1P2, C1P1, C2P2,
C3P2 menunjukkan perbedaan yang tidak nyata
dengan perlakuan kontrol (CoPo), sementara C2P1,
C1P3, C2P3, C3P1, C3P3 memberikan hasil yang
berbeda nyata dengan kontrol. Sehingga hasil percobaan pemberian methanol, glukosa, asam asetat dikombinasikan dengan pH 5 dan 9 menjadi perlakuan yang paling berpengaruh terhadap aktivitas ammonia. Sumber karbon berupa asam asetat yang diberikan dan dikombinasikan dengan pH 9 menghasilkan aktivitas oksidasi ammonia tertinggi. Asam asetat merupakan senyawa organik yang dapat dimanfaatkan oleh bakteri bersifat heterotrof sebagai sumber energi dan mampu menggunakan senyawa Nitrogen anorganik untuk mendukung pertumbuhannya. Selain bakteri pengoksidasi ammonia yang
bersifat autotrof, juga terdapat bakteri heterotrof yang selain mampu menggunakan senyawa organik, juga mampu memanfaatkan Nitrogen anorganik, misalnya ammonia, sebagai donor elektron dan sumber energi [19].
Tingginya ammonia yang dioksidasi pada perlakuan C2P1, C1P3, C2P3, C3P1, C3P3
didukung oleh jenis dan jumlah bakteri, faktor lingkungan, seperti suhu dan pH. Jumlah dan jenis koloni bakteri yang tumbuh pada reaktor kelima perlakuan kombinasi tersebut lebih banyak dibanding keempat perlakuan lainnya. Oksidasi ammonia yang meningkat pada perlakuan dengan pH 9 diduga masih merupakan pH optimum bagi aktivitas oksidasi ammonia menjadi nitrit dan nitrat. Suhu pada reaktor yang cukup stabil juga merupakan faktor pendukung bagi proses oksidasi dan merupakan suhu yang optimum, yaitu 260C.
Munculnya perlakuan C2P1 dan C3P1 menjadi
perlakuan yang tinggi aktivitasnya dalam oksidasi ammonia karena bakteri yang tumbuh pada reaktor memiliki karakteristik yang mampu memanfaatkan glukosa dan asam asetat dengan baik meskipun pada pH relatif rendah dan sudah teradaptasi pada pH rendah sehingga mampu beraktivitas dengan baik pula.
Tabel 1. Uji BNJ Aktivitas Oksidasi Ammonia Oleh Konsorsium Bakteri dari Kolam Mina Ayam Serpong dengan Sumber Karbon dan pH berbeda
Perlakuan Aktivitas oksidasi ammonia (ppm)
CoPo 0,77 a CoPoo 28,58 ab C1P1 35,16 ab C1P2 31,54 ab C1P3 74,02 b C2P1 66,24 ab C2P2 36,13 ab C2P3 75,57 b C3P1 81,51 b C3P2 46,94 ab C3P3 89,74 b
Keterangan : Angka-angka yang diikuti oleh huruf yang berbeda menunjukkan perbedaan yang nyata antar perlakuan pada uji BNJ 5%
Uji BNJ juga menunjukkan bahwa perlakuan C1P2, C1P1, C2P2, C3P2 menghasilkan
aktivitas oksidasi ammonia yang hampir sama dengan perlakuan tanpa pemberian sumber karbon dan pH netral (CoPoo). Hal ini dikarenakan bakteri
yang tumbuh pada reaktor perlakuan CoPoo masih
mampu menggunakan senyawa organik maupun inorganik yang ada pada sampel substrat untuk keperluan tumbuh dan beraktivitas serta tidak
begitu dipengaruhi oleh pH (7). Sementara pada perlakuan C1P2, C2P2, dan C3P2 tumbuh bakteri
yang belum mampu memanfaatkan senyawa karbon yang ditambahkan secara optimal untuk pertumbuhan dan aktivitasnya, begitu pula dengan perlakuan C1P1. Kenyataan ini menunjukkan
bahwa faktor lingkungan yang berupa penambahan senyawa methanol, glukosa dan asam asetat bila dikombinasikan dengan pH 7
Pusat Teknologi Limbah Radioaktif-BATAN
137 tidak menjadi faktor lingkungan utama yang
mempengaruhi konsorsium bakteri dalam beraktivitas dan melakukan pertumbuhan karena nilai pH tersebut belum merupakan pH optimal bagi berlangsungnya proses oksidasi ammonia. Dalam studi sebelumnya diungkapkan bahwa pH optimum untuk proses oksidasi ammonium adalah antara 7,5-8,5 [19].
Nilai derajat keasaman (pH) pada semua perlakuan cenderung turun, namun batas penurunannya masih belum melampaui batas nilai pH pada perlakuan yang diujicobakan, khususnya pada perlakuan dengan pH 7 dan 9, sampai pada hari ke-21. Sementara perlakuan dengan pH 5 nilainya terus turun, namun sampai pada hari ke- 21 aktivitas oksidasi ammonia semakin terhambat yang diindikasikan dengan sedikitnya terbentuk nitrit dan nitrat. Hal ini karena aktivitas mikroba pengoksidasi ammonia maupun mikroba pengoksidasi nitrit menjadi terhambat dan non aktif pada kondisi pH kurang dari 5 [20]. Penurunan ini terjadi karena adanya proses oksidasi ammonia yang menghasilkan ion H+
sehingga medium pada reaktor perlakuan menjadi asam.
Temperatur merupakan faktor lingkungan pendukung yang mempengaruhi laju oksidasi ammonia. Laju oksidasi ammonia sangat rendah pada suhu kurang dari 50C atau di atas
400C. Suhu optimumnya sekitar 300C [11]. Semua
perlakuan diinkubasi pada suhu ruang dan selama pengamatan berlangsung terjadi perubahan suhu di dalam reaktor perlakuan, namun perubahan suhu tersebut masih dalam kisaran suhu yang baik untuk berlangsungnya proses oksidasi ammonia. Karena suhu yang cenderung stabil, maka pengaruh suhu terhadap aktivitas oksidasi ammonia diabaikan. Suhu yang cenderung stabil ini disebabkan oleh pengaruh suhu lingkungan yang begitu besar sehingga kalor hasil reaksi eksoterm yang dikeluarkan bakteri tidak mempengaruhi suhu di dalam reaktor secara signifikan.
Populasi bakteri yang tumbuh dalam reaktor berhubungan erat dengan laju aktivitas oksidasi ammonia. Isolasi bakteri pada masing- masing perlakuan menghasilkan isolat yang berbeda. Perlakuan tanpa penambahan sumber karbon dan pH netral serta perlakuan lainnya yang memiliki aktivitas oksidasi ammonia relatif rendah (C1P2, C1P1, C2P2, C3P2) rata-rata diperoleh
tiga isolat, sedangkan reaktor dengan kombinasi perlakuan penambahan sumber karbon dan pH yang memiliki aktivitas oksidasi ammonia lebih tinggi (C2P1, C1P3, C2P3, C3P1, C3P3) diperoleh
rata-rata empat isolat. Isolat yang diisolasi umumnya Gram positif (26 isolat) dan lainnya Gram negatif (7 isolat). Gambar 2 berikut ini menunjukkan populasi bakteri selama perlakuan.
Gambar 2. Grafik Pertumbuhan Bakteri Selama Perlakuan 0 50000 100000 150000 200000 250000 300000 350000 400000 450000 500000 3 6 9 12 15 18 21 ju m la h b a k te ri d a la m 10000 hari pengamatan CoPo CoPoo C1P1 C1P2 C1P3 C2P1 C2P2 C2P3 C3P1 C3P2 C3P3
138
Hasil perhitungan bakteri (Gambar 2) menunjukkan bahwa pertumbuhan bakteri selama perlakuan dengan penambahan sumber karbon dan pH berbeda yang tercepat dalam menstimulasi pertumbuhan bakteri adalah asam asetat dan pH 9, pada hari ke-12 mencapai jumlah 43,7x 104.
Populasi mikroba tanpa sumber karbon dan pH netral (CoPoo) selama pengamatan terus
mengalami peningkatan, namun dalam jumlah yang relatif kecil. Hal ini karena substrat yang diinokulasikan pada reaktor masih mengandung senyawa yang cukup untuk digunakan oleh mikroba sebagai sumber energi dan sintesis selnya. Perlakuan C1P1, C2P1, C2P3, C3P1, C3P3
mencapai jumlah tertinggi pada hari ke-12. Sementara jumlah bakteri tertinggi pada hari ke- 15 dicapai pada perlakuan C1P3 dan C3P2. Jumlah
bakteri pada perlakuan C1P2 dan C2P2 mencapai
titik tertinggi pada hari ke-18. Perlakuan dengan penambahan methanol dan glukosa yang dikombinasikan dengan pH 7 menjadi perlakuan yang paling lama dalam beradaptasi dan memanfaatkan sumber karbon sebagai sumber energi dan melakukan aktivitas oksidasi ammonia yang rendah.
Grafik pada Gambar 2 juga menunjukkan perbedaan antara perlakuan dengan sumber karbon dan pH berbeda dan tanpa sumber karbon dan pH netral. Ternyata pemberian sumber karbon berupa methanol, glukosa ,dan asam asetat dengan pH 5, 7, dan 9 memberikan pengaruh terhadap pertumbuhan bakteri pengoksidasi ammonia dan aktivitasnya dalam mengoksidasi ammonia yang lebih tinggi bila dibanding perlakuan tanpa sumber karbon dan pH netral. Semakin tinggi populasi bakteri yang tumbuh maka dapat semakin menurunkan kadar ammonia yang ada dalam reaktor.
Tingkat aktivitas bakteri penitrifikasi dalam mengoksidasi ammonia berkaitan dengan bentuk molekul dan sifat sumber karbon, antara lain mudah tidaknya didegradasi. Sumber karbon yang digunakan pada penelitian ini adalah methanol, glukosa, dan asam asetat. Ketiga sumber karbon tersebut memiliki bentuk molekul yang berbeda. Methanol (CH3OH) mengandung
satu atom karbon (C) yang berikatan dengan satu gugus hidroksil, sehingga menjadi senyawa dengan jumlah atom karbon paling sedikit daripada glukosa dan asam asetat [13]. Methanol juga dapat digunakan sebagai sumber karbon yang dapat meningkatkan aktivitas dan efisiensi proses biokimiawi unsur nitrogen [21]. Glukosa merupakan gula sederhana yang mengandung 6 atom karbon (C) dan terikat pada 2 gugus fungsional, yaitu hidroksil dan aldehida. Glukosa dapat dengan mudah didegradasi dan diabsorbsi oleh sel-sel bakteri untuk keperluan suplai energinya dalam proses metabolism [4]. Khemoorganotrof terutama bakteri menggunakan
karbohidrat sederhana yang berupa glukosa, yang merupakan senyawa yang paling mudah didegradasi dibanding senyawa lain [22]. Asam asetat (CH3COOH) diketahui dapat meningkatkan
aktivitas nitrifikasi karena senyawa organik asetat dapat digunakan oleh bakteri penitrifikasi sebagai sumber karbon untuk meningkatkan aktivitas oksidasi ammonia [9, 17].
Hasil penelitian kami ini juga sesuai dengan hasil penelitian sebelumnya [7] yang menyatakan bahwa pertumbuhan rata-rata spesifik maksimum bakteri penitrifikasi adalah rendah berkisar antara 0,012 h-1 sampai 0,066 h-1 dan
menghasilkan produk yang rendah yaitu 0,014- 0,09 g/mol untuk pengoksidasi ammonia dan 0,013-0,031 g/mol untuk pengoksidasi nitrit. Konsentrasi biomassa dan jumlah sel dalam media cair skala laboratorium adalah 107 sel/mL,
sedangkan dalam media padat dapat membentuk koloni dengan diameter 0,1 mm minimal 4 minggu [7].
KESIMPULAN
Berdasarkan hasil dan pembahasan dapat diambil kesimpulan bahwa faktor lingkungan berupa sumber karbon yang berbeda-beda berpengaruh dalam menstimulasi aktivitas bakteri yang berbeda-beda pula dan asam asetat menjadi sumber karbon yang paling efektif dalam proses oksidasi ammonia dibanding methanol dan glukosa. Selain itu, nilai pH yang berbeda juga sangat mempengaruhi terhadap aktivitas bakteri dalam mengoksidasi ammonia, terutama nilai pH 9 yang mampu meningkatkan aktivitas oksidasi ammonia paling baik.
DAFTAR PUSTAKA
[1]. A., Rahmah, “Kerangka Acuan Dialog Publik Interaktif Kota yang Lestari” (2001) (http://www.mail-archive.com, diakses 15/6/2012).
[2]. Anonim, “Nitrifikasi” (2003) diakses 15/6/2012). (http://www.rpi.edu/dept/chem- eng/Biotech-Environmental,
[3]. Metcalf and Eddy, Wastewater Engineering Treatment Disposal Reuse, Third Edition McGraw-Hill, Inc., New York (1991). [4]. M.M., Sutedjo, A.G., Kartasapoetra, R.D.S.
Sastroatmodjo, Mikrobiologi Tanah, Rineka Cipta, Jakarta (1991).
Pusat Teknologi Limbah Radioaktif-BATAN
139 [5]. C.C., Delwiche, Denitrification,
Nitrification, and Atmospheric Nitrous Oxide, John Wiley and Sons, Inc., Canada (1981).
[6]. B., Widigdo, Limnologi, Laboratorium Limnologi Fakultas Perikanan dan Ilmu Kelautan IPB, Bogor (2000).
[7]. R.G., Board, D., Jones, E.A., Skinner,
Identification Methods in Applied and Environmental Microbiology, Blackwell Scientific Publications, USA (1992).
[8]. H., Ambarsari, Karakteristik dan Peran Bakteri Penitrifikasi dalam Usaha Minimisasi Amonia yang Terakumulasi di dalam Sistem Akuakultur, Jurnal Sains dan Teknologi IndonesiaVol. 1, No. 2, 43-52 (1999).
[9]. E.N., Farida, Pengaruh pH Terhadap Pertumbuhan dan Aktivitas Bakteri Pengoksidasi Amonia pada Media dengan dan Tanpa Senyawa Organik, Skripsi, Fakultas Biologi Unsoed (2003).
[10].A., Esoy, H., Odegaard and G., Bentzen, The Effect of Sulphide and Organic Matter on the Nitrification Activity in Biofilm Process, Journal of Water Science TechnologyVol. 37, No.1, 115-122 (1998). [11].T., Imas, R.S., Hadioetomo, A.G., Gunawan,
Y., Setiadi, Mikrobiologi Tanah II, PAU, IPB (1989).
[12].N.S., Rao Subba, Mikroorganisme Tanah dan Pertumbuhan, UI-Press, Jakarta (1994). [13].E.A., Paul, F.E., Clark, Soil Microbiology
and Biochemistry, Academic Press, Inc., New York (1989).
[14].S.W., Watson, E., Bock, H., Harms, H.P., Koops, A.B., Kooper, Nitrifying Bacteria, in
Bergey Manual of Systematic Bacteriology
Vol.3, Editor: Staley, J.T., Bryant, M.P., Hennig, N., and Holt, J.G., Williams and Wilkins, Baltimore, M.d. (1989).
[15].APHA. Standard Methods for the Examination of Water and Waste Water. 19th
Ed. Water Pollution Control Federation, New York, (1995).
[16].J P., Harley, M.P., Lansing, Laboratory Exercises in Microbiology 2ndEd, Wm.C.
Brown Communications, Inc., USA (1993). [17].T., Nishio, T., Yushikura, K., Chiba, Z.,
Inouye, Effect of Organic Acids on Heterotrophic Nitrification by Alcaligenes faecalis OKK17, Bioscience, Biotechnology, Biochemistry Vol. 58, No. 9, 1574-1578, (1994).
[18].E.L., Yulinah, O.B., Sukandar, U. S., Kisman, Pertumbuhan dan Ekologi Mikroba, Bahan Pelajaran, PAU Bioteknologi ITB, Bandung (1990).
[19].G., Laraspedi, Kajian Penurunan Nitrogen Amonia pada Proses Nitrifikasi dalam Pengolahan Limbah Cair Industri Perikanan, Skripsi, Institut Pertanian Bogor, Bogor (2004).
[20].T., Haryanto, Biodegradasi Ammonium menjadi Nitrit dan Nitrat (Nitrifikasi) oleh Kultur Mikroba Campuran N-Sw, Skripsi, Institut Pertanian Bogor, Bogor (2001). [21].G.T., Sperl, D.S., Hare, “Denitrification
with Methanol: a Selective Enrichment for
Hypomicrobium Species”, Journal of Bacteriology Vol. 108, No. 2, 733 – 736, (1971).
[22].L.E., Hawker, A.H., Linton, Microorganism, Function, Form and Environmental, Edward Arnold Publisher Ltd., London (1979).
140