MODUL INSTRUMENTASI PROGRAM STUDI TEKNOLOGI LABORATORIUM MEDIK INSTITUT KESEHATAN MEDISTRA LUBUK PAKAM

(1)

MODUL INSTRUMENTASI

PROGRAM STUDI

TEKNOLOGI LABORATORIUM MEDIK

INSTITUT KESEHATAN MEDISTRA

LUBUK PAKAM

(2)

SURAT KEPUTUSAN

DEKAN FAKULTAS FARMASI

INSTITUT KESEHATAN MEDISTRA LUBUK PAKAM Nomor : 78.B/03.3/INKES-MLP/XI/2019

TENTANG

DOSEN PENGAMPU MATA KULIAH SEMESTER GENAP TAHUN AKADEMIK 2019 – 2020 FAKULTAS FARMASI INSTITUT KESEHATAN MEDISTRA LUBUK PAKAM

DEKAN FAKULTAS FARMASI INSTITUT KESEHATAN MEDISTRA LUBUK PAKAM MENIMBANG : 1. Bahwa Untuk Melaksanakan Tugas Pendidikan dan Pengajaran Perlu

Ditetapkan Dosen Pengampu Mata Kuliah Pada Semester Ganjil Tahun Akademik 2019 - 2020 di Lingkungan Program Studi Teknologi Laboratorium Medik Institut Kesehatan Medistra Lubuk Pakam;

2.

3.

Bahwa berdasarkan Kalender Akademik Semester Ganjil Fakultas Farmasi Institut Kesehatan Medistra Lubuk Pakam Tahun Akademik 2019-2020 maka perkuliahan akan dimulai pada Februari 2020 dan berakhir pada Juli 2020;

Bahwa untuk keperluan dimaksud diatas maka perlu ditetapkan dengan Surat Keputusan Dekan Fakultas Farmasi Institut Kesehatan Medistra Lubuk Pakam sebagai pengesahannya.

MENGINGAT : 1. Undang – Undang RI Nomor : 20 Tahun 2003, Tentang Sistem Pendidikan Nasional;

2. Surat Keputusan Dirjend DIKTI Nomor : 297/KPT/I/2017, Tentang izin Institut Kesehatan MEDISTRA Lubuk Pakam dan 161/D/O/2001 tentang izin

penyelenggaraan Program Studi ;

3. Undang-Undang RI Nomor : 14 Tahun 2005, Tentang Guru dan Dosen;

4. Undang-Undang RI Nomor : 12 Tahun 2012, Tentang Pendidikan Tinggi;

5. Peraturan Pemerintah RI Nomor : 42 Tahun 2007, Tentang Sertifikasi Dosen;

Peraturan Pemerintah RI Nomor : 37 Tahun 2009, Tentang Dosen;

6. Peraturan Pemerintah RI Nomor : 23 Tahun 2013, Tentang Perubahan Atas Standar Nasional Pendidikan;

7. Peraturan Pemerintah RI Nomor : 4 Tahun 2014, Tentang Penyelenggaraan Pendidikan Tingggi dan Pengelolaan Perguruan Tinggi;

8. Kalender Akademik Institut Kesehatan Medistra Lubuk Pakam T.A 2019 - 2020.

INSTITUT KESEHATAN MEDISTRA LUBUK PAKAM

FAKULTAS FARMASI

(3)

MEMPERHATIKAN : 1.

2.

Surat Keputusan Ketua Yayasan Medistra Lubuk Pakam Nomor 023/C.1/

YAY-M/VI/2016, tentang penetapan honorarium mengajar dan pemberian insentif bagi setiap kegiatan akademik yang termasuk dalam lingkup pendidikan dan pengajaran;

Hasil evaluasi pelaksanaan pembelajaran dengan Sistem Penjaminan Mutu Internal Fakultas Farmasi Semester Genap T.A 2019-2020.

MEMUTUSKAN MENETAPKAN

Pertama : Menugaskan Dosen untuk Menjadi pengampu Mata Kuliah bagi mahasiswa di lingkungan Program Studi Teknologi Laboratorium Medik Institut Kesehatan Medistra Lubuk Pakam (roster dan daftar nama terlampir).

Kedua : Kepada para dosen sebagaimana dimaksud diwajibkan untuk menaati Kode Etik Dosen dan Standar Pembelajaran yang telah ditetapkan serta berhak mendapatkan honorarium mengajar sesuai dengan ketentuan yang telah ditetapkan Yayasan Medistra Lubuk Pakam.

Ketiga

Keempat

:

Pada setiap akhir semester, akan dilakukan penilaian Indeks Keinerja Dosen (IKD) pengampu mata kuliah berdasarkan survei tingkat kepuasan mahasiswa.

Keputusan ini berlaku sejak tanggal ditetapkan dan apabila di kemudian hari terdapat kekeliruan dalam penetapan ini, akan diadakan perbaikan sebagaimana mestinya.

Ditetapkan di : Lubuk Pakam Pada Tanggal : 12 November 2019

Dekan,

Romauli Anna Teresia Marbun, S.Farm., M.Si NPP. 06.15.12.08.1991

(4)

Lampiran Surat Keputusan :

Nomor : 017.A/03.2/INKES-MLP/II/2020

Hal : Penetapan Panitia Buku Kurikulum Program

Studi Teknologi Laboratorium Medik Program Sarjana pada Fakultas Farmasi.

Tanggal : 03 Februari 2020

TIM PENYUSUN BUKU KURIKULUM PROGRAM STUDI TEKNOLOGI LABORATORIUM MEDIK PROGRAM SARJANA TERAPAN FAKULTAS FARMASI

INSTITUT KESEHATAN MEDISTRA LUBUK PAKAM

NO NAMA JABATAN

1 Romauli Anna Teresia Marbun, S.Farm., M.Si Ketua

2 Sa'adah Siregar, S.Si, M.Kes Sekretaris

3 Asvia Rahayu, S.ST, M.Biomed Anggota

4 Jhon Patar Sinurat, S.Pd, M.Si Anggota

Lubuk Pakam, 03 Februari 2020 Dekan,

Romauli Anna Teresia Marbun, S.Farm., M.Si NPP. 06.15.12.08.1991

(5)

Page 5 | Program Studi Teknologi Laboratorium Medik Fakultas Farmasi Institut Kesehatan Medistra Lubuk Pakam

VISI dan MISI

INSTITUT KESEHATAN MEDISTRA LUBUK PAKAM

Visi

Menjadi Institut yang unggul dan profesional dalam bidang kesehatan di tingkat Nasional dan Asia tahun 2028.

Misi

1. Menyelenggarakan pendidikan dan pengajaran yang unggul, berkarakter, dan kompeten yang adaptif terhadap perkembangan ilmu pengetahuan, teknologi, seni dan globalisasi;

2. Menyelenggarakan penelitian yang inovatif, produktif dan responsif terhadap ilmu pengetahuan, teknologi dan kebutuhan masyarakat;

3. Menyelenggarakan kegiatan pengabdian kepada masyarakat berlandaskan nilai dan tanggung jawab sosial; dan

4. Menjalin kerjasama yang baik dengan stakeholder mulai dari pemerintah, dunia usaha dan masyarakat sebagai pengguna lulusan.

(6)

VISI dan MISI FAKULTAS FARMASI

Visi

Menghasilkan lulusan yang unggul dan professional dalam mutu pendidikan di bidang Farmasi Klinis dan Komunitas serta Mikrobiologi Molekuler Klinis yang Mampu Bersaing di tingkat Nasional dan Asia Tahun 2022.

Misi

1) Menyelenggarakan proses belajar mengajar yang kondusif dengan sistem yang mendukung pada FF sehingga pembelajaran tersebut menghasilkan prodi yang dapat menghasilkan alumni berkarakter unggul, kompeten, dan excellent service;

2) Menyelenggarakan proses praktik laboratorium yang kondusif dan handal di berbagai fasilitas pelayanan kesehatan masyarakat;

3) Mengoptimalkan dan mengimplementasikan penelitian bidang Farmasi Klinis dan Komunitas dan Mikrobiologi Molekuler Klinis dengan menggunakan pendekatan riset dalam bidang Farmasi dan Teknologi Laboratorium Medik;

4) Mengimplementasikan program pengabdian kepada masyarakat berbasis riset untuk menyelesaikan berbagai permasalahan di bidang Farmasi dan Teknologi Laboratorium Medik; dan

5) Mengembangkan kerjasama dengan institusi pendidikan, pelayanan, organisasi, dan stakeholders baik dalam maupun luar negeri.

(7)

VISI dan MISI

PROGRAM STUDI TEKNOLOGI LABORATORIUM MEDIK

Visi

Menjadi program studi yang unggul dan professional dalam bidang Mikrobiologi Molekuler Klinis Tahun 2022

Misi

1. Menyelenggarakan pendidikan Teknologi Laboratorium Medik yang unggul dan excelent service dalam bidang Mikrobiologi Molekuler Klinis;

2. Menyelenggarakan proses praktik laboratorium yang kondusif diberbagai fasilitas pelayanan kesehatan masyarakat;

3. Mengoptimalkan dan mengimplementasikan penelitian di bidang Mikrobiologi Molekuler Klinis dengan menggunakan pendekatan riset dalam bidang Teknologi Laboratorium Medik;

4. Mengimplementasikan program pengabdian kepada masyarakat berbasis riset untuk menyelesaikan berbagai permasalahan di bidang Mikrobiologi Molekuler Klinis; dan

5. Mengembangkan kerjasama dengan institusi pendidikan, pelayanan, organisasi, dan stakeholders baik dalam maupun luar negeri.

(8)

KATA PENGANTAR

Puji syukur kami panjatkan kepada kehadirat Allah SWT, karena atas izin- Nya Modul Praktikum dari Mata Kuliah instrumentasi ini dapat diselesaikan.

Modul ini disusun untuk menambah bahan bacaan mahasiswa dalam mengikuti praktikum instrumentasi.

Modul praktikum instrumentasi ini disusun untuk memenuhi kebutuhan mahasiswa Program Studi Teknologi Laboratorium Medik Fakultas Farmasi Institut Kesehatan Medistra Lubuk Pakam dalam menempuh matakuliah instrumentasi Modul ini disusun dengan kualifikasi merangkum semua materi teoritis.

Penyusun mengucapkan terima kasih kepada berbagai pihak yang tidak bisa disebutkan satu persatu atas selesainya modul ini. Penyusun menyadari masih banyak kekurangan dalam penyusunan modul ini. Oleh karena itu segala masukan dari berbagai pihak sangat diharapkan guna penyempurnaan modul ini.

Lubuk Pakam,

Tim Penulis.

(9)

DAFTAR ISI

VISI DAN MISI ... 2

INSTITUT KESEHATAN MEDISTRA LUBUK PAKAM ... 5

VISI DAN MISI ... 6

FAKULTAS FARMASI ... 6

VISI DAN MISI ... 7

PROGRAM STUDI TEKNOLOGI LABORATORIUM MEDIK ... 7

KATA PENGANTAR ... 8

DAFTAR ISI ... 9

PENGENALAN ALAT-ALAT LABORATORIUM ... 10

IMUNODIFUSI GANDA ... 25

STERILISASI ... 27

STERLISASI PANAS BASAH ... 32

STERILISASI PANAS KERING ... 36

PEMERIKSAAN MIKROSKOPIS FESES ... 38

MOLARITAS LARUTAN ... 40

ELEKTROFORESIS ... 44

ELEKTROFORESIS DNA ... 49

PENGGUNAAN MIKROSKOP ... 52

COLONY COUNTER ... 61

AUTOCLAF ... 62

DAFTAR PUSTAKA ... 63

(10)

BAB I

PENGENALAN ALAT-ALAT LABORATORIUM

1. TUJUAN PERCOBAAN

Mahasiswa dapat mengenal beberapa macam alat yang digunakan di laboratorium serta mengetahui cara penggunaannya.

2. TEORI

Pengenalan alat-alat kimia dan cara penggunaannya merupakan suatu keharusan bagi orang-orang yang akan berkecimpung dalam bidang ilmu kimia.

Keberhasilan suatu praktikum atau penelitian sangat ditentukan oleh penguasaan praktikan atau peneliti terhadap alat-alat yang digunakannya. Di dalam laboratorium ada berbagai macam alat mulai dari yang sederhana seperti alat-alat gelas sampai pada peralatan yang cukup rumit. Pada praktikum ini mahasiswa akan diperkenalkan dan diajarkan menggunakan alat-alat yang umum dipakai di laboratorium kimia. Dengan demikian setelah melakukan praktikum mahasiswa akan mempunyai keterampilan dalam mempergunakan peralatan kimia tersebut.

Beberapa alat yang digunakan di laboratorium kimia

1. Tabung Reaksi

Terbuat dari gelas, dapat dipanaskan, dipakai sebagai tempat untuk mereaksikan zat-zat kimia dalam jumlah sedikit.

Cara penggunaanya :

a. Tabung reaksi dipegang pada lehernya, miringkan lebih kurang 60oC lalu diisi dengan larutan yang akan diperiksa.

(11)

b. Bila tabung beserta isinya akan dipanaskan, tabung dipegang dengan penjepit tabung dan pemansan dilakukan pada daerah 1/3 bagian cairan di bawah.

Mulut tabung harus diarahkan ke tempat yang aman (jangan ke arah muka sendiri atau muka orang lain).

c. Tabung yang panas tidak boleh didinginkan secara mendadak

Gambar : Tabung reaksi 2. Penjepit

Terbuat dari kayu atau logam, dipakai untuk memegang tabung reaksi, misalnya waktu pemanasan atau mereaksikan zat-zat yang merusak kulit dan sebagainya.

Gambar : Penjepit

(12)

3. Rak Tabung Reaksi

Terbuat dari kayu atau logam, dipakai untuk menaruh tabung reaksi.

Gambar : Rak Tabung Reaksi 4. Pengaduk Gelas

Berbentuk tabung yang tidak berlubang di dalamnya, dipakai untuk mengaduk suatu campuran atau larutan zat-zat kimia pada waktu melakukan reaksi-reaksi kimia, juga dipakai untuk membantu pada waktu menuangkan/

mendekantasi cairan dalam proses penyaringan dan pemisahan.

Gambar : Pengaduk Gelas 5. Corong

Biasanya terbuat dari gelas. Corong yang baik berbentuk kerucut bersudut 60º, dipakai untuk memasukkan suatu cairan ke dalam suatu tempat yang mulutnya sempit seperti botol, labu ukur, buret dan sebagainya. Selain itu corong

(13)

juga digunakan untuk menyaring. Corong yang tangkainya berdiameter relative agak besar dipakai untuk memasukkan zat berbentuk serbuk ke dalam bejana bermulut kecil.

Gambar : Corong 6. Gelas Arloji

Ukuran penampang lintangnya berbeda-beda sesuai dengan kebutuhan.

Digunakan untuk menimbang zat berbentuk kristal. Juga digunakan untuk menutup gelas beker yang berisi larutan (waktu pemanasan) atau untuk menguapkan cairan.

Gambar : Gelas Arloji 7. Gelas Ukur

Dipakai untuk mengukur volumen zat kimia dalam bentuk cair. Alat ini mempunyai skala, ukurannya bermacam-macam.

(14)

Gelas ukur merupakan alat pengukur yang kasar. Tidak untuk pengukuran yang teliti. Larutan yang akan dititrasi tidak boleh diambil/diukur dengan gelas ukur, tetapi diambil dengan pipet volume.

Gambar : Gelas Ukur 8. Gelas Beker

Alat ini bukan sebagai alat pengukur. Tanda volume yang ada merupakan taksiran kasar. Terdapat dalam berbagai ukuran. Digunakan untuk .

a. Wadah sementara larutan/reagent b. Memanaskan larutan

c. Menguapkan pelarut atau memekatkan

Gambar : Gelas Beker

(15)

9. Erlenmeyer

Alat ini juga bukan alat pengukur. Digunakan dalam analisis volumetri, untuk wadah suatu volume tertentu dari suatu larutan. Kadang-kadang dipakai untuk memanaskan larutan.

Ada 2 jenis erlenmeyer yaitu :

a. Erlenmeyer tanpa tutup gelas, dipakai untuk titrasi larutan yang tidak mudah menguap.

b. Erlenmeyer dengan tutup gelas, dipakai untuk titrasi larutan yang mudah menguap.

Gambar : Erlenmeyer 10. Labu Ukur / Labu Takar

Suatu bejana dengan leher panjang, sempit dan dasar yang datar. Dilengkapi dengan tanda batas volumen. Mempunyai kapasitas tampung sesuai dengan ukuran yang tercantum. Bila pada alat tertulis 20oC dan 100 mL maka alat tersebut dapat menampung cairan pada 20oC tepat sebanyak 100 mL sampai garis tanda yang terdapat pada leher alat. Digunakan untuk membuat larutan standar (baku) pada análisis volumetri. Sering juga dipakai untuk pengenceran sampai

(16)

volume tertentu. Jangan digunakan untuk mengukur larutan atau pelarut yang panas.

Cara penggunaannya :

a. Cuci dengan detergent dan selanjutnya dengan air ledeng.

b. Bila dengan air suling.

c. Bahan cairan atau padatan dimasukkan hati-hati dengan bantuan corong ke dalam labu ukur

d. Tambahkan air suling / bahan pengencer lain yang diperlukan melalui corong tadi sampai kurang lebih 4/5 bagian yang penuh, kemudian gojog sampai diperoleh campuran yang homogen.

e. Tambahkan lagi pengencer sampai sedikit di bawah garis tanda. Bila penambahan sampai di atas tanda, berarti terjadi suatu kesalahan yang tidak bias diperbaiki dan pekerjaan harus diulang dari permulaan.

f. Tambahkan kekurangan pengencer (pelarut) dengan hati-hati memakai pipet tetes sampai miniskus bagian bawah (untuk larutan yang tidak berwarna) tetapi segaris dengan baris tanda.

g. Bila di atas garis tanda terdapat bintik-bintik pelarut/pengencer maka butir-butir cairan itu dibersihkan dengan kertas/lap bersih.

h. Labu ukur lalu ditutup dengan tutupnya kemudian labu beserta isinya dibolak-balik beberapa kali sehingga di dapatkan larutan yang homogen.

(17)

Gambar : Labu Ukur 11.Pipet Volume / Pipet Gondok

Di bagian tengah dari pipet ini ada bagian yang membesar (gondok), ujungnya runcing dan pada bagian atas ada tanda goresan melingkar. Tepat sampai tanda tersebut, volume larutan di dalam pipet sama dengan angka yang tertera pada pipet tersebut. Alat ini dipakai untuk mengambil dan memindahkan larutan secara tepat suatu volumen tertentu sesuai kapasitas alat. Pipet volumen merupakan alat pengukur yang lebih tepat dari gelas ukur.

Cara penggunaannya :

a. Cuci pipet dengan detergent dan selanjutnya dicuci dengan air ledeng.

b. Bilas dengan air suling

c. Bilas dengan larutan yang akan diambil / dipindahkan.

d. Larutan disedot pelan-pelan dengan bola hisap sampai 1 s/d 2 cm di atas garis tanda.

e. Pipet diangkat vertikal, bersihkan cairan yang menmpel pada ujung pipet dengan kertas saring atau lap bersih. Tanda batas volume pada pipet dipempelkan horizontal dengan mata, lalu cairan dikeluarkan secara pelan- pelan sampai miniskus bawah tepat pada garis tanda (batas volume).

(18)

f. Tuangkan isi pipet ke dalam erlenmeyer atau penampung lain yang digunakan. Pada waktu menuangkan isinya, pipet harus dalam kedudukan vertikal. Penuangan isi pipet diatur sedemikian rupa sehingga isi pipet sejumlah 25 ml ddiperlukan waktu kurang lebih 30 detik. Pada saat-sat terakhir biarkan ujung-ujung pipet pada sisi dalam penampung selama 15 detik, untuk memberikan kesempatan pada zat cair yang masih di dalam pipet untuk keluar. Sisa zat cair yang tertinggal pada ujung pipet tidak boleh diikutkan / dikeluarkan baik dengan cara meniup ataupun dengan cara-cara lain. Bila akan dipakai untuk mengambil/memindahkan zat lain, pipet dicuci kembali dan selanjutnya sesuai dengan petunjuk cara penggunaanya.

Gambar : Pipet Volume 12.Pipet Ukur

Berupa tabung gelas yang agak panjang dengan ujung runcing dan mempunyai skala. Teknik penggunaannya sama dengan pipet volume, hanya isi pipet dapat dipindahkan sebagian-sebagian disesuaikan dengan keperluan. Jumlah cairan yang dituangkan dapat disesuaikan dengana skala yang ada.

(19)

Gambar : Pipet Ukur 13. Pipet Pasteur / Pipet Tetes

Pipet ini tidak mempunyai ukuran volume atau skala lainnya. Digunakan untuk memindahkan sedikit zat cair /larutan yang tidak mempunyai ketelitian tinggi.

Gambar : Pipet Tetes 14.Buret

Berupa tabung gelas panjang dengan pembagian skala dan ujung bawah dilengkapi dengan kran. Digunakan untuk titrasi / mengukur volume titran yang dipakai. Berdasarkan tingkat ketelitian/pembagian skalanya, buret ada 2 jenis : a. Makro buret dengan pembagian skala 0,10 – 0,05 ml

b. Mikro buret dengan pembagian skala 0,01 ml

(20)

Gambar : Buret

Bentuk buret disamping lurus, ada juga buret yang ujungnya bengkok. Buret yang ujungnya bengkok digunakan untuk titrasi yang menggunakan pemanas.

Cara penggunaanya :

a. Cuci dengan sabun / detergent, kemudian cuci dengan air ledeng.

b. Bilas dengan air suling.

c. Bilas dengan larutan / titran yang akan dimasukkan ke dalam buret, larutan pembilas dibuang.

d. Periksa kran buret apakah bocor dan kalau dianggap perlu oleskan vaselin pada kran buret dengan hati-hati supaya jangan sampai lobang kran tersumbat.

e. Tempatkan buret pada estándar buret dengan memakai klem buret dan kemudian buret dibuat vertikal.

f. Dengan memakai corong, buret diisi dengan titran sampai sedikit di atas garis nol. Dalam pengisian buret harus diusahakan agar tidak ada gelembung udara sepanjang cairan dalam kolom.

(21)

g. Corong dilepas/dipindahkan dan bagian sisi dalam dari buret yang terletak di atas titran dibersihkan dengan kertas saring yang bersih dan kering.

h. Turunkan permukaan larutan dalam buret perlahan-lahan dengan jalan membuka kran sampai miniskus bawah zat cair (untuk zat cair yang tidak berwarna atau zat cair berwarna terang) tepat pada garis nol. Bila lewat sampai di bawah garis nol, pekerjaan tidak perlu diulang tetapi langsung dibaca dengan teliti. Pembacaan akan lebih teliti apabila miniskus bawah tepat ada pada garis skala buret.

i. Buret siap untuk digunakan.

j. Padaa waktu menitrasi, kran buret dipegang dengan tangan kiri, sedangkan Erlenmeyer tempat titrat dipegang dengan tangan kanan dan mengeluarkan isi buret (titran) tidak boleh terlalu cepat. Dalam pemakaian titran minimum cairan yang tersisa 20 %. Cara pembacaan buret : Cara pembacaan skala buret yang dipandang adalah miniskus zat cair. Untuk zat cair yang tidak berwarna atau berwarna terang, sebagai dasar pembacaan adalah permukaan bawah (miniskus bawah) zat cair. Sedangkan untuk zat cair yang berwarna gelap sebagai dasar pembacaan permukaan atas zat cair pada dinding buret. Pada waktu pembacaan skala buret kedudukan buret harus vertical 8dilihat dari muka dan samping) mata dan miniskus zat cair harus dalam satu bidang horizontal. Gunakan kertas hitam putih dan batas garis hitam putih diletakkan 1-2 mm di bawah miniskus (warna hitam terletak di bawah). Pembacaan skala buret adalah dua angka di belakang koma. Angka pertama di belakang koma dibaca dari skala buret dan angka terakhir atas dasar perkiraan. Segera setelah buret selesai

(22)

digunakan, harus dibersihkan/dicuci dan dibilas dengan air suling kemudian disimpan.

15. Bola hisap (Suction Bulb)

Pengambilan suatu larutan atau cairan menggunakan pipet volume dapat dilakukan dengan bantuan bola hisap karet. Bola hisap ini terdiri dari satu bola dengan ujung pendek diatas dan ujung bawah agak panjang. Ujung bawah mempunyai cabang ke samping. Sebelum dipakai untuk mengambil cairan, bola dikosongkan dengan menekan bola dan bagian ujung atas. Masukkan pipet volumen ke dalam lobang ujung bawah bola hisap tetapi jangan melewati pipa cabang. Pijit bagian ujung bawah maka cairan akan terhisap masung ke dalam pipet. Kalau pijatan dilepas maka hisapan akan terhenti. Cairan dapat dikeluarkan dengan memijit bagian pipa cabang. Sehabis menggunakan bola hisap ini pipet dilepas dan biarkan udara masuk sehingga bola menggelembung kembali seperti semula

Gambar : Bola Hisap 16. Botol Semprot

Botol semprot plastik dipakai untuk menyimpan air suling yang akan digunakan sebagai pelarut zat, pencuci endapan, membersihkan dinding bejana dari sisa-sisa endapan atau membilas alat-alat yang telah dicuci. Botol semprot

(23)

plastik ini dapat dipegang dengan satu tangan dan dengan pijatan yang lemah cairan akan keluar.

Gambar : Botol Semprot 17. Cawan Porselin

Cawan porselin biasanya digunakan sebagai tempat mengabukan kertas saring dan memijarkan endapan sehingga terbentuk senyawa yang stabil. Cawan porselin yang baik dapat dipanaskan hingga suhu 1200oC. Cawan porselin yang masih panas tidak boleh didinginkan mendadak (dengan air dingin) karena bisa pecah.

Gambar : Cawan Porselin

(24)

18. Lumpang

Lumpang digunakan untuk menggerus/menghaluskan zat. Ada berjenis- jenis lumpang yang digunakan di laboratorium kimia seperti lumping porselin, lumping akik (agate) dan lumping alumina.

Gambar : Lumpang 19.Neraca Analitik

Neraca analitik merupakan alat timbang yang dioperasikan menggunakan aliran arus listrik.

Gambar : Neraca Analitik

(25)

BAB II

IMUNODIFUSI GANDA

1. TUJUAN PERCOBAAN

Mengamati presipitasi putih pada difusi antigen dengan serum uji dengan metoda imunodifusi ganda

2. TEORI A. Difusi

Difusi adalah peristiwa mengalirnya/berpindahnya suatu zat dalam pelarut dari bagian berkonsentrasi tinggi ke bagian yang berkonsentrasi rendah.

Perbedaan konsentrasi yang ada pada dua larutan disebut gradien konsentrasi.

Difusi akan terus terjadi hingga seluruh partikel tersebar luas secara merata atau mencapai keadaan kesetimbangan dimana perpindahan molekul tetap terjadi walaupun tidak ada perbedaan konsentrasi. Contoh yang sederhana adalah pemberian gula pada cairan teh tawar. Lambat laun cairan menjadi manis. Contoh lain adalah uap air dari cerek yang berdifusi dalam udara. Difusi yang paling sering terjadi adalah difusi molekuler. Difusi ini terjadi jika terbentuk perpindahan dari sebuah lapisan (layer) molekul yang diam dari solid atau fluida.

(L. Diffundere = menyebar) suatu proses menyebarnya molekul-molekul zat dari konsentrasi tinggi ke konsentrasi yang lebih rendah. Proses menyebarnya molekul-molekul zat yang tidak terpengaruh oleh faktor konsentrasi larutan, tetapi hanya diperlukan energi pengaktifan saja disebut transpor aktif. Proses difusi dalam pengangkutan zat melalui membran sel terdapat dua jenis, yaitu :

(26)

1. Difusi Sederhana

Mekanisme pengkutan zat secara difusi sederhana adalah zat terangkut dari gradien/daerah yang konsentrasinya lebih tinggi ke gradien yang konsentrasinya lebh rendah dengan jumlah molekul terbatas.

Gambar Difusi 2. Difusi Dengan Fasilitas

Mekanisme pengangkutan zat secara digusi dengan fasilitas adalah zat tersalurkan melalui fasilitas tertentu seperti adanya pori-pori membran atau zat carier (zat pembawa). mekanisme pengangkutan hampir sama dengan difusi sederhana, hanya proses pengangkutannya dibantu oleh adanya protein pembawa sebagai zat karier atau ion tertentu (seperti ion Na) atau memanfaatkan zat penyusun membran sel (molekul lemak dan protein karier). protein karier memiliki perlekatan dengan molekul zat yang diangkutnya. cara-cara pengangkutannya dapat secara rotasi (berputar dengan molekul lemak yang menyusun membran sel), lewat pori-pori membran yang dibentuk oleh protein saluran .

(27)

Gambar Difusi Terfasilitasi Ada beberapa faktor yang mempengaruhi difusi yaitu:

1. Ukuran partikel. Semakin kecil ukuran partikel, samkin cepat partikel itu akan bergerak, sehingga kecepatan difusi samakin tinggi.

2. Ketebalan membran. Semakin tebal membran, semakin lambat kecepatan difusi.

3. Luas suatu area. Semakin besar luas area, semakin cepat kecepatan difusinya.

4. Jarak. Semakin besar jarak anatara dua konsentrasi, semakin lambat kecepatan difusinya.

5. Suhu. Semakin tinggi suhu, partikel mendapatkan energi untuk bergerak dengan lebih cepat. Maka, semakin cepat pula kecepatan difusinya.

B. Imunodifusi

Imunodifusi merupakan salah satu metode yang digunakan untuk mendiagnosa penyakit jamur. Fiksasi komplemen juga digunakan untuk menguji beberapa penyakit jamur. Jenis spesifik imunodifusi disebut microimmunodiffusion ganda (Ouchterlony). Prosedur ini melibatkan penambahan antigen dan antibodi untuk sumur dalam gel agarosa. Antigen dan antibodi radial menyebar dari sumur. Garis presipitin terbentuk di mana antigen bertemu antibodi spesifik.

(28)

C. Interaksi Antigen-antibody imunodifusi

Salah satu uji serologi adalah imunodifusi precipitasi test . Dalam metode ini menggunakan prinsip antigen-antibody. Antibody dalam metode ini disebut precipitins. Raksi yang terjadi jika antigen yang terlarut dan akan menimbulkan suatu precipitasi. Jika partikel-partilek dari antigen berbentuk dalam larutan maka reaksi yang terjadi adalah terbentuknya cincin precipitasi.

Reaksi precipitasi terjadi adanya kombinasi antara antibody yang terlarut dengan substansi yang terdapat antigen. Hal yang perlu diperhatikan dalam deteksi ini adalah menggunakan gel agarose. Gel agarose ini digunakan sebagai matrix combining diffusion precipitasi.

Imunodifusi Antibodi dicampurkan di dalam agar. Antigen yang dimasukkan di dalam lubang akan berdifusi dan bereaksi dengan antibodi membentuk lingkaran presipitasi putih. Diameter lingkaran dapat dipakai sebagai ukuran konsentrasi antigen, bila dibandingkan dengan larutan antigen yang diketahui konsentrasinya.

Assay kompleks Ag-Ab bertujuan mendeteksi antigen atau antibodi; cara ini paling banyak digunakan di bidang diagnostik atau biomedis. Secara teknis relatif sederhana dan murah. Prosedur seperti reaksi aglutinasi, imunodifusi ganda dan presipitasi berazaskan model ini. Biasanya dalam model ini tidak menggunakan label dan kepekaannya terbatas, meskipun demikian reaksi imunodifusi dapat mendeteksi 0,005 µg protein/ml suspense

Gambar Prosedure Mikroimunodifusi

(29)

3. ALAT & BAHAN a. Alat

– Petri Disk – Pipet Tetes – Gel Punch – Pipet Mikro b.Bahan

– Agarose – Larutan Buffer – Natrium Azida – Reagen Coombs – Serum

– Larutan Nacl Fisiologis 4. CARA KERJA

– Larutkan agarose dalam larutan penyangga personal atau penyangga posfat hingga diperoleh konsentrasi 1%

– Masukkan pengawet natrium azida dengan konsentrasi 0.01%

– Panaskan sampai agarose larut hingga larutan tampak jernih – Letakkan cawan petri di atas meja horizontal

– Tuangkan larutan agarose dengan volume tertentu sehingga ketebalannya 3 mm

– Setelah agarose membeku, buat sumur-sumur dengan menggunakan gel punch. Jarak antara sumur dengan sumur yang lain 2-4 mm dengan diameter sumur 1 mm.

– Ke dalam sumur yang di tengah dimasukkan antisera (reagen coombs) sebanyak 5-10 mikroliter dan ke dalam sumur yang

(30)

lain dimasukkan serum uji – Inkubasi selama 24-48 jam

– Perhatikan adanya garis presipitasi di antara sumur yang berisi antibodi dan sumur yang berisi antigen

(31)

BAB III STERILISASI 1. TUJUAN

Untuk memahami cara sterilisasi dengan menggunakan autoclave dalam kondisi yang aseptis

2. TEORI

Sterilisasi harus dilakukan sebelum melakukan suatu analisis mikrobiologi yang dimaksudkan untuk membuat dan menjaga kondisi aseptis. Sterilisasi adalah suatu perlakuan membebaskan benda yang akan digunakan dari mikroorganisme kontaminan. Bendanya dapat berupa media, alat-alat untuk percobaan dan lingkungan tertentu.

cara sterilisasi yang umum dilakukan adalah:

a. Sterilisasi secara fisik

Misalnya dengan pemanasan, penggunaan sinar bergelombang pendek seperti sinar-X, sinar-gama, sinar ultra-violet, dan sebagainya. Selama senyawa kimia yang akan disterilkan tidak akan berubah atau terurai akbat temperatur tinggi dan atau tekanan tinggi, selama itu sterilisasi secara fisik dapat dilakukan. Cara sterilisasi ini dapat dilakukan dengan menggunakan udara panas atau uap-air panas dengan tekanan tinggi.

Melalui udara panas, dipergunakan alat yang dinamakan “bejana atau ruang panas” (oven) dengan temperatur di dalamnya antara 170 – 1800C. Waktu yang dipergunakan adalah selama 2 jam. Cara ini umum dipergunakan untuk

(32)

mensterilkan peralatan gelas (tabung, labu, botol, dan sebagainya). Sterilisasi dengan uap-air panas dan tekanan-tinggi, merupakan cara yang paling banyak digunakan, misalnya dengan penggunaan alat yang sudah dikenal yang dinamakan autoklaf (otoklaf). Bejana ini mempunyai nilai temperatur-uap 1210C, dengan tekanan 15 psi (Suriawiria, 1995).

b. Sterilisasi secara kimia,

Misalnya dengan penggunaan desinfektans, larutan alkohol, larutan formalin, larutan AMC (campuran asam khlorida dengan garam Hg), dan sebagainya. Senyawa kimia yang banyak digunakan sebagai desinfektans antara lain larutan CuSO4, AgNO3, HgCl2, ZnO, dan sebagainya serta larutan alkohol dan campurannya. Beberapa larutan garam seperti NaCl (9%), KCl (11%) dan KNO3 (10%) dapat dipergunakan untuk membunuh mikroba karena tekanan osmotiknya, yaitu dengan jalan dehidrasi protein pada substrat (Suharto, 1995). Sedangkan asam kuat atau basa kuat dapat pula digunakan karena bersifat menghidrolisis isi sel mikroba.

c. Sterilisasi secara mekanik,

misalnya dengan penggunaan saringan atau filter. Untuk beberapa bahan yang akibat pemanasan tinggi ataupun tekanan tinggi akan mengalami perubahan ataupun penguraian, sterilisasinya harus dilakukan secara mekanik, misalnya dengan saringan. Di dalam bidang mikroba, penyaringan secara fisik yang paling banyak dipergunakan, tergantung kepada tujuan penyaring dan benda yang akan disaring. Tipe-tipe filter yang dipergunakan, dapat berbentuk filter selulosa, Seitz, gelas ataupun porselen. Sedang cara

(33)

penggunaan filter, umumnya dilakukan sebagai berikut:

a. Filter dimaksud ditempatkan antara corong dan penghubung, kemudian diikat.

b. Alat filter kemudian ditempatkan di atas botol penampung hasil yang dihubungkan dengan pompa hampa udara (pompa vakum)

c. Larutan yang akan disaring ditempatkan pada corong, dan pompa vakum dijalankan, sehingga hasil saringan akan didapatkan pada botol penampung.

d. Sterilisasi secara gas mikroksidal jarang digunakan pada teknologi fermentasi, tetapi khusus digunakan pada sterilisasi instalasi mesin dan alat tangki, sistem perpipaan dan filtrasi. Pemakaian gas mikrosidal ini sangat dipengaruhi oleh konsentrasi, relative humidity, suhu dan waktu kontak

C. Alat Dan Bahan

Alat : Erlenmeyer, cawan petri, tabung reaksi, pipet volume, dan autoclave.

Bahan : Kapas, kertas, karet pengikat, plastik, aquadesh dan media.

Cara Kerja

1. Alat yang akan digunakan dicuci bersih dan dikering anginkan

2. Alat-alat tersebut kemudian dibungkus dengan kertas hingga semua bagian tertutup rapat. Kemudian semua alat dibungkus dengan plaspik HDPE dan diikat dengan karet.

3. Sebelum melakukan sterilisasi cek dahulu banyaknya air dalam

(34)

autoklaf. Jika air kurang dari batas yang ditentukan, maka dapat ditambah air sampai batas tersebut. Gunakan air hasil destilasi, untuk menghindari terbentuknya kerak dan karat.

4. Masukkan peralatan dan bahan. Jika mensterilisasi botol beretutup ulir, maka tutup harus dikendorkan.

5. Tutup autoklaf dengan rapat lalu kencangkan baut pengaman agar tidak ada uap yang keluar dari bibir autoklaf. Klep pengaman jangan dikencangkan terlebih dahulu.

6. Nyalakan autoklaf, diatur timer dengan waktu minimal 15 menit pada suhu 121 °C

7. Tunggu samapai air mendidih sehingga uapnya memenuhi kompartemen autoklaf dan terdesak keluar dari klep pengaman. Kemudian klep pengaman ditutup (dikencangkan) dan tunggu sampai selesai.

Penghitungan waktu 15’ dimulai sejak tekanan mencapai 2 atm.

8. Jika alarm tanda selesai berbunyi, maka tunggu tekanan dalam kompartemen turun hingga sama dengan tekanan udara di lingkungan (jarum pada preisure gauge menunjuk ke angka nol). Kemudian klep- klep pengaman dibuka dan keluarkan isi autoklaf dengan hati-hati.

(35)

Keterangan Gambar :

1. Tombol pengatur waktu mundur (timer) 2. Katup pengeluaran uap

3. Pengukur tekanan 4. Kelep pengaman 5. Tombol on-off 6. Termometer

7. Lempeng sumber panas 8. Aquades (dH2O) 9. Sekrup pengaman 10. batas penambahan air

(36)

BAB IV

TERLISASI PANAS BASAH

Tujuan:

1. Mengenal sterilisasi panas basah yang digunakan dalam praktikum mikrobiologi

2. Mengetahui fungsi dari Sterilisasi panas basah yang digunakan secara benar

Pendahuluan

Sterilisasi adalah suatu proses atau kegiatan membebaskan suatu bahan atau benda dari semua bentuk kehidupan. Sterilisasi dapat dilakukan tergantung dari bahan atau alat yang akan disteril.

MACAM- MACAM STERILISASI

Pada prinsipnya sterilisasi dapat dilakukan dengan 3 cara, yaitu caram mekanik, cara fisik, dan cara kimiawi.

1.Sterilisasi cara mekanik (filtrasi) menggunakan suatu saringan yang berpori sangat kecil (0.22 mikron atau 0.45 mikron) sehingga mikroba tertahan pada saringan tersebut. Proses ini ditujukan untuk sterilisasi bahan yang peka panas, misalnya larutan enzim dan emperatur.

2. Sterilisasi secara fisik dapat dilakukan dengan pemanasan dan penyinaran.

(37)

a. pemanasan

1) Pemijaran (dengan api langsung): membakar alat pada api secara langsung, contoh alat: jarum inokulum (jarum ose), pinset, batang L.

2) Panas kering: sterilisasi dengan oven kira-kira 60-180 °C. Sterilisasi panas kering cocok untuk alat yang terbuat dari kaca, misalnya Erlenmeyer, tabung reaksi, cawan.

3) Uap air panas: konsep ini mirip dengan mengukus. Bahan yang mengandung air lebih tepat menggunakan metode ini supaya tidak terjadi dehidrasi.

4) Uap air panas bertekanan: menggunakan autoklaf.

b. Penyinaran dengan Ultra Violet (UV)

Sinar UV juga dapat digunakan untuk proses sterilisasi, misalnya untuk membunuh mikroba yang menempel pada permukaan interior Safety Cabinet dengan disinari lampu UV.

c. Sterilisasi secara kimiawi biasanya menggunakan senyawa desinfektan, antara lain empera.

d. Sterilisasi dengan Udara Panas

Sterilisasi dengan metode ini biasanya digunakan untuk peralatan gelas, seperti cawan petri, pipet ukur, dan labu erlenmyer. Alat gelas yang disterilisasi dengan udara panas tidak akan timbul kondensasi sehingga tidak ada tetes air (embun) di dalam alat gelas.

(38)

AUTOCLAVE I. Pengertian :

Autoclave adalah alat untuk mensterilkan berbagai macam alat dan bahan yang digunakan dalam mikrobiologi menggunakan uap air panas bertekanan.

Tekanan yang digunakan pada umumnya 15 Psi atau sekitar 2 atm dan dengan suhu 121 °C, 250°C. Jadi, tekanan yang bekerja ke seluruh permukaan benda adalah 15 pon tiap inchi2 (15 Psi = 15 pounds per square inch). Lama sterilisasi yang dilakukan biasanya 15 menit untuk 121 °C. Autoklaf dibuat dari bahan dan dengan konstruksi yang cukup kuat sehingga dapat menahan tekanan tinggi dan aman bagi pemakaian. Digunakan untuk sterilisasi media pembiakan, alat-alat dan untuk destruksi media pembiakan.

Prinsip kerja

Pemanasan dengan uap air bertekanan tinggi, dimana uap air ini dapat mengkoagulasikan protein dari mikroorganisme.

Cara menggunakan alat :

1) Isi air secukupnya kedalam bejana 2) Pasang pemanasnya

3) Masukkan alat/bahan yang akan disterilkan atau didestruksikan kedalam bejana diatas lempeng/rak logam yang berlubang, lalu autoclave dan kunci/sekrup tutupnya kuat-kuat.

4) Buka pentil / katub pengaman sampai semua udara yang ada didalam bejana terusir keluar.

5) Tutup katub pengaman dan biarkan beberapa saat sampai emperature dan tekanan yang diharapkan tercapai.

(39)

6) Catat waktunya dan tunggu selama waktu pemanasan dikehendaki.

7) Matikan pemanas, biarkan suhu turun sambil katub pengaman dibuka agar tekanan yang ada di dalam bejana turun.Setelah emperature menunjukkan angka nol, baru tutup autoclave dibuka.

(40)

BAB V

STERILISASI PANAS KERING

Tujuan :

1. Mengenal sterilisasi panas kering yang digunakan dalam praktikum mikrobiologi

2. Mengetahui fungsi dari Sterilisasi panas kering yang digunakan secara benar

Pendahuluan

Sterilisasi panas kering adalah sterilisasi dengan oven kira-kira 60-180°C.

Sterilisasi panas kering cocok untuk alat yang terbuat dari kaca, misalnya Erlenmeyer, tabung reaksi, cawan. Sterilisasi dengan oven dilakukan dengan cara memanaskan pada suhu 180 °C selama 2 jam.

Alat

1. Peralatan kaca 2. Oven

Bahan

1. Kertas minyak Prosedur Kerja

1) Peralatan kaca seperti cawan petri dan tabung reaksi dicuci bersih lalu mengeringkan peralatan

2) Peralatan kaca tersebut dibungkus dengan kertas minyak

3) Peralatan yang sudah dibungkus dimasukkan ke dalam oven lalu atur

(41)

suhu 180 °C selama 2 jam atau pada suhu 210 °C selama 30 menit 4) Tekan tombol power

5) Setelah 2 jam atau 30 menit (tergantung suhu yang digunakan), turunkan suhu dan matikan tombol power

6) Setelah suhu turun, peralatan yang disterilkan diambil dan dikeluarkan dari dalam oven dan diletakkan di tempat yang bersih.

(42)

BAB VI

PEMERIKSAAN MIKROSKOPIS FESES

Pemeriksaan mikroskopis bertujuan untuk mencari telur cacing, larva, protozoa, jamur dan benda mikroskopis lainnya yang menunjang diagnosa penyakit.

Untuk menemukan unsur-unsur dalam feses tersebut menggunakan pewarna eosin konsentrasi 1-2%, untuk menemukan protozoa bisa memakai lugol konsentrasi 1- 2%. Dapat diamati pula unsur-unsur lain seperti karbohidrat (jika memakai lugol,akan tampak butiran berwarna biru),lemak ( akan terlihat butiran jingga, dengan larutan sudan III menggunakan reagen asam asetat 30% protein akan terlihat berupa butiran kuning muda Untuk mengamati adanya telur cacing dalam feses bisa memakai sediaan basah atau sediaan langsung dan sediaan tidak langsung dengan konsentrasi .

a. Sediaan basah

Bertujuan untuk mengidentifikasi langsung keberadaan telur cacing pada feses. Dengan menggunakan slide bisa menggunakan kaca tutup atau pun tanpa kaca tutup ( Maulida, 2016 )

b. Pemeriksaan tidak langsung ( konsentrasi )

Metode pengendapan / sedimentasi Pada prinsipnya menggunakan gaya sentrifugal sehingga akan membentuk sedimentasi dan telur cacing akan mengendap

c. Metode Flotasi

Dianjurkan untuk memeriksa tinja yang sedikit kandungan telur cacingnya dengan mamakai larutan gula jenuh atau garam jenuh agar telur mengapung.

(43)

d. Metode Stool Feses

dilarutkan dengan NaOH 0,1 N sebagai pelarut. Bisa dipakai untuk infeksi sedang maupun infeksi berat terhadap infeksi parasit cacing.

e. Metode Direct Slide

Metode ini menggunakan NaCl Fisiologis (0,9%) atau eosin 2% sangat baik untuk infeksi berat dan didaptkan hasil yang cepat. Penggunaan eosin adalah untuk memperjelas antara kotoran dan telur cacing yang dicari. ( Natadisastra, 2009) Kelemahan metode ini yaitu seringkali telur tertutup oleh benda lain bila sampel feses yang diletakkan di preparat terlalu tebal.

f. Metode Kato Katz

Bisa mendiagnosis telur cacing secara kualitatif maupun kuantitatif. Mirip dengan metode direct slide namun ditambah penggunaan selophane tape yang sebelumnya direndam dulu dengan malanchit green yang akan tampak sebagai latar belakang ( Limpomo dan Sudaryanto, 2014)

g. Teknik sediaan tebal Metode ini untuk menghitung jumlah telur cacing, dipakai cellahane tape sebagai pengganti tutup cover glass. Metode ini menggunakan cukup banyak sampel feses, pemeriksaan massal pada wabah kecacingan disarankan menggunakan metode ini karena harganya yang murah serta tekniknya sederhana.

h. Metode selotip Untuk mencari telur cacing kremi atau Enterobius vermicularis sebaiknya dilakukan pada pagi hari pada anak usia 1-10 tahun sebelum anak-anak kontak dengan air. Pelaksanaan metode ini memakai plaster plastik yang ditempel pada bagian anus lalu plester tersebut ditempel

(44)

pada permukaan slide yang bersih ( Natadisastra, 2009) Pemeriksaan feses rutin umumnya menggunakan direct slide menggunakan larutan eosin 3%.

Berikut prosedurnya :

1) Menyiapkan object glass yang bersih, kering dan jernih

2) Mengambil sampel feses dengan menggunakan ose bulat / lidi , letakan sedikit feses di object glass.

3) Tambahkan larutan eosin 3% sebanyak 1 tetes. Ditutup dengan cover glass Diamati di mikroskop dengan perbesaran 40 kali.

BAB VII

MOLARITAS LARUTAN A. TUJUAN

(45)

Membuat larutan dengan berbagai macam cara dengan molaritas tertentu

B. TEORI

Molaritas

Molaritas menyatakan jumlah mol zat yang terlarut dalam satu liter larutan. Molaritas dilambangkan dengan notasi M dan satuannya adalah mol/liter

M =

Jika zat yang akan dicari molaritasnya ada dalam satuan gram dan volumenya dalam mililiter, maka molaritasnya dapat dihitung dengan rumus:

M = n x 1.000/ml atau M = g/mr x 1000/ml Dengan : M = molaritas (mol/liter)

n = mol zat terlarut (mol) V = volume larutan (liter) g = massa zat terlarut (gram)

Mr = massa molekul relatif zat terlarut

Keuntungan yang diperoleh jika konsentrasi dinyatan dengan molaritas adalah kemudahan untuk mengetahui jumlah mol zat terlarut dalam suatu larutan dan volume larutan jika konsentrasi dan jumlah molnya diketahui. Jika ingin mengetahui jumlah mol dalam suatu larutan, persamaan tersebut dapat di ubah menjadi:

Mol zat = volume larutan zat x molaritas zat

Seringkali di laboratorium, larutan yang tersedia mempunyai molaritas

(46)

tidak sesuai dengan yang kita kehendaki. Jika larutan yang tersedia mempunyai molaritas yang lebih besar dari yang kita butuhkan, maka kita harus melakukan pengenceran. Pengenceran menyebabkan volume dan molaritas larutan berubah, tetapi jumlah mol zat terlarut tidak berubah. Rumus yang digunakan adalah:

Dengan =

M1= molaritas larutan sebelum pengenceran M2= molaritas larutan setelah pengenceran V1= volume larutan sebelum pengenceran V2= volume larutan setelah pengenceran C. Alat dan Bahan:

- Neraca - Labu ukur

- Sendok stainless steel - Gelas kimia

- Pipet ukur - Pipet tetes - Kristal Urea - Aquades

D . Langkah Kerja :

1. Hitung massa kristal urea yang dibutuhkan lalu timbang dengan neraca.

2. Masukkan aquades ke dalam labu ukur sekitar 50 mL.

M1 . M2 = M2. V2

(47)

3. Masukkan Kristal urea ke dalam labu ukur dan aduk dengan sendok stainlesssteel.

4. Setelah terlarut semua, tambahkan aquades ke dalam labu ukur dengan pipet tetes hingga mencapai ukuran 100 mL.

5. Untuk yang terakhir, tutup labu ukur tersebut.

(48)

BAB VIII ELEKTROFORESIS

A. TUJUAN

Adapun tujuan dilakukan praktikum ini adalah untuk :

1. Melakukan prosedur elektroforesis vertikal dengan metode SDS-PAGE 2. Mengidentifikasi berat molekul dari sampel protein

B. TEORI

Elektroforesis merupakan teknik yang digunakan untuk memisahkan dan memurnikan suatu makromolekul khususnya protein dan asam nukleat berdasarkan perbedaan berat molekul. Elektroforesis gel adalah teknik yang paling sering digunakan di laboratorium untuk analisis protein dan DNA. Teknik ini menggunakan prinsip elektroforesis zona dimana molekul protein bermigrasi pada medium gel yang direndam dengan larutan penyangga di bawah pengaruh medan listrik. Migrasi ini tergantung pada muatan listrik, titik isoelektrik bersih dan massa molekul protein.

Prinsip kerja elektroforesis gel dimulai saat makromolekul yang bermuatan listrik ditempatkan pada medium berisi tenaga listrik. Molekul- molekul tersebut akan bermigrasi menuju kutub positif atau kutub negatif berdasarkan muatan yang terkandung di dalamnya. Molekul-molekul yang bermuatan negatif (anoda) akan bergerak menuju kutub positif (katoda), sedangkan molekul-molekul yang bermuatan positif (katoda) akan bergerak

(49)

menuju kutub negatif (anoda). Elektroforesis gel memisahkan molekul DNA menjadi pita-pita yang masing-masing terdiri atas molekul DNA dengan panjang yang sama.

Ada beberapa gel yang dapat digunakan dalam elektroforesis. Diantaranya gel agarosa yang digunakan untuk memisahkan fragmen DNA yang lebih besar dari 200 bp dan gel poliakrilamida digunakan untuk fragmen kecil kurang dari 200 bp. Molekul DNA bermigrasi melalui pori-pori kecil yang terbentuk dalam padatan gel. Secara umum, molekul yang lebih kecil bergerak lebih cepat dan bermigrasi lebih jauh dari molekul kecil karena memiliki gesekan yang lebih rendah saat bergerak menuju elektroda positif. Konsentrasi yang rendah pada gel memberikan resolusi yang lebih baik untuk fragmen besar, dengan memberikan pemisahan yang lebih besar antara band yang secara ukuran tidak terlalu jauh berbeda. Konsentrasi gel yang lebih tinggi, di sisi lain, dapat mengurangi kecepatan migrasi fragmen panjang yang sementara itu dapat memfasilitasi pemisahan yang lebih baik pada fragmen DNA kecil.

Namun disamping itu, elektroforesis gel juga memiliki kekurangan yaitu pada deteksi atau identifikasi amplikon. Penggunaan elektroforesis gel ini dirasakan kurang efisien karena lama pengerjaannya dan terbatasnya jumlah sampel yang dapat diperiksa. Disamping itu, kadang kadang hasil PCR dalam gel muncul pita yang tidak berbentuk (ghost atau smeary bands) atau pita yang terlampau banyak sehingga hasilnya sulit diinterpretasikan.

(50)

Prosedur Kerja

Adapun prosedur kerja dalam praktikum ini dibagi menjadi beberapa tahap sebagai berikut :

A. Persiapan Gel

Alat dan bahan yang digunakan adalah Gel caster, Kaca, Penjepit kaca, ddH2O, Acrillamida, Gel buffer, 10 % SDS, Tris-HCl, APS, dan TEMED.

Adapun prosedur pembuatan gel adalah sebagai berikut : 1. Alat dan bahan disiapkan, kaca dipasang pada penjepitnya.

2. Disiapkan bahan untuk membuat separating gel 12% terdiri dari 3,4 ml ddH2O, 4 ml acrillamida, 2,5 ml Gel buffer, dan 0,1 ml SDS 10%, 1,5 M Tris-HCl pH 8,8, 100 μl 10% APS dan 10μl TEMED.

3. Campuran bahan separating gel dihomogenkan dengan cepat agar tidak segera mengeras.

4. Campuran separating gel dimasukkan pada gel caster dengan bantuan pipet, diikuti dengan pemberian aquades agar permukaan gel rata dan tidak ada gelembung udara. Ruang disisakan untuk stacking gel.

5. Setelah separating gel mengeras, sisa aquades dibuang.

6. Campuran stacking gel 4% disiapkan dan dihomogenkan dengan cepat, terdiri dari 6,1 ml ddH2O, 1,3 ml acrillamida, 2,5 ml Gel buffer, dan 0,1 ml SDS 10%, 0,5 M Tris-HCl pH 6,8, 50 μl 10% APS dan 5 μl TEMED.

7. Campuran stacking gel dituang di atas separating gel dan sisir segera dipasang diatas stacking gel. Gel dibiarkan hingga mengeras.

8. Setelah gel mengeras, kaca dilepas dari penjepitnya.

(51)

B. Elektroforesis Gel

Alat dan bahan yang digunakan adalah Alat elektroforesis, gel, running buffer (yang dibuat dari Tris-Base 3,03 gr, Glicine 14,4 gr, SDS 1 gr, dan Akuades 1 L) dan sampel. Adapun prosedur elektroforesis gel adalah sebagai berikut:

1. Gel pada kaca dipasang pada alat elektroforesis 2. Running buffer dituang

3. Sampel protein dimasukkan ke dalam gel melalui ujung atas stacking gel sebanyak 1 μl / sumur

4. Power supply dinyalakan

5. Sampel diproses atau running dengan memberikan tegangan listrik sebesar 120 V selama 60 menit

6. Gel dilepas dari kacanya

C. Staining dengan Coomasie Briliant Blue

Alat dan bahan yang digunakan adalah 1 buah wadah plastik bertutup,Staining Solution (100 ml) yang dibuat dari Coomassie Briliant Blue 0,25 gr, Methanol 40 ml, Asam Acetat Glacial 10 ml, dan ditambah dengan DI water sampai 100 ml.

Adapun prosedurnya adalah sebagai berikut : Gel direndam dalam staining solution Coomasie Brilliant Blue kemudian diletakkan di dalam shaker selama 30 menit.

(52)

D. Destaining

Alat dan bahan yang digunakan adalah 1 buah wadah plastik bertutup, Destaining Solution (100 ml) yang dibuat dari Methanol 20 ml, Asam Acetat Glacial 10 ml, dan ditambah DI water sampai 100 ml. Adapun prosedurnya adalah gel direndam dalam destaining solution ± 1 – 2 jam sambil tetap di shaker sampai gel kelihatan bersih. Gel siap dianalisa hasilnya.

(53)

BAB IX

ELEKTROFORESIS DNA

A. TUJUAN

Mahasiswa dapat melakukan pemisahan DNA dengan metode elektroforesis dan menentukan berat molekul DNA target.

B. PRINSIP

DNA merupakan molekul yang bermuatan sehingga bila diletakkan dalam medan listrik akan bergerak ke daerah yang muatannya berlawanan dengan kecepatan migrasi berdasarkan berat molekulnya.

C. TEORI DASAR

Dalam setiap pengerjaan tahapan biologi molekuler yang berkaitan dengan DNA, perlu adanya konfirmasi mengenai keberadaan dan kemurnian DNA. Salah satunya uji kualitatif melalui teknik elektroforesis, dimana DNA dalam matriks yang berpori (gel) diletakkan pada medan listrik yang memiliki kutub negatif dan positif. Matriks gel yang digunakan pada elektroforesis DNA biasanya gel agarosa. Agarosa merupakan polisakarida yang diisolasi dari rumput laut dan setiap polimer agarosa terdiri dari sekitar 800 resdiu D- dan L-galaktosa. Proses migrasi DNA pada gel agarosa dibantu oleh buffer elektoforesis seperti TAE (Tris-Acetate EDTA) yang diberi arus listrik. Berdasarkan berat molekulnya, DNA yang bermuatan negatif akan bergerak ke kutub positif. Visualisasi pita DNA yang diperoleh pada gel agarosa hanya dapat teramati jika DNA diberi label atau diberi pewarna yang dapat berpendar di bawah sinar UV. Penentuan ukuran

(54)

DNA dilakukan dengan membandingkanpada suatu marka DNA yang telah diketahui ukurannya.

D. ALAT DAN BAHAN

- Chamber elektroforesis - Larutan TAE 1X - akuades steril - GelRed

- Loading Buffer DNA - DNA Ladder

- Agarosa

E. PROSEDUR PERCOBAAN

1. Agarose ditimbang 0,5g dan dilarutkan dalam 50 mL TAE 1x untuk mendapatkan gel agarose 1%.

2. Larutan agarosa dipanaskan sampai mendidih, didiamkan sampai suhu sekitar 40-60 oC, dan ditambahkan GelRed

3. Larutan dituangkan ke dalam cetakan/tray, diberi sisir untuk membuat sumur, dan dibiarkan hingga memadat.

4. Setelah memadat, sisirnya dibuka, gel ditempatkan pada chamber elektroforesis yang sudah berisi bufer TAE 1x sampai terendam.

5. Semua sampel DNA ditambah loading dye 6x (5:1) kemudian dimasukkan ke dalam sumur elektroforesis. 6. DNA Ladder juga dimasukkan ke salah satu sumur.

(55)

6. Elektroforesis dijalankan pada 100 V selama 20-30 menit atau hingga pewarna bermigrasi mencapai 2/3 panjang gel. 8. Gel hasil elektroforesis dilihat dibawah sinar UV.

(56)

BAB X

PENGGUNAAN MIKROSKOP

A. TUJUAN

Memperkenalkan komponen-komponen mikroskop dan cara penggunaan nya B. TEORI

Mata manusia untuk tujuan pengamatan memiliki kemampuan daya pisah terbatas terhadap suatu objek berukuran renik/mikron, sehingga sangat diperlukan alat bantu. Sediaan histologis jaringan hewan pun dibuat dengan pertimbangan yang sesuai dengan kaidah optis. Salah satu alat bantu yang biasa digunakan dalam proses pengamatan tersebut adalah mikroskop (micro = kecil + scopium = penglihatan), dengan alat ini pengamat lebih mampu meningkatkan daya pisah objek mikroskopis, sehingga objek yang sangat halus pun (renik) dapat diamati strukturnya dengan jelas. Para praktisi di bidang struktur tentunya telah mengenal jenis alat bantu yang disebut mikroskop.

Mikroskop yang umum digunakan di kalangan pelajar/mahasiswa adalah mikroskop cahaya, dikenal juga sebagai student microscope, baik cahaya yang berasal dari sinar matahari atau lampu listrik yang ditempatkan pada badan mikroskop tersebut sebagai sumber cahaya. Jenis ini tergolong sederhana dengan lensa okuler/lensa pengamat tunggal (mikroskop monokuler) maupun yang memiliki lensa okuler ganda (mikroskop binokuler). Mikroskop yang telah disebutkan ini hanya dapat memberikan bayangan objek yang bersifat dua dimensi, yakni hanya tampak panjang dan lebarnya saja, sehingga haruslah

(57)

diperhatikan bahwa objek yang akan diamati harus berukuran kecil dan tipis, agar dapat ditembus oleh cahaya. Terdapat juga jenis mikroskop stereo (stereo microscope), di mana alat ini mampu memberikan bayangan objek yang bersifat tiga dimensi. Sebagai penyempurnaan peralatan yang disesuaikan dengan kebutuhan pengamatan mikroskopis yang semakin maju, maka telah diciptakan sejenis mikroskop canggih untuk pengamatan ultrastruktur, yakni electron microscope,baik yang dikenal dengan nama Transmission Electron Microscope (TEm) maupun Scanning Elektron Microscope (SEm).

Pada modul ini, hanya akan diterangkan mengenai mikroskop cahaya saja.

Secara umum mikroskop cahaya memiliki bagian-bagian sebagai berikut:

1. bagian mekanis; dan 2. bagian optik.

Bagian mekanis kadang-kadang harus dianggap penting, tetapi dalam prakteknya sangat berperan agar mikroskop tersebut dapat digunakan dengan baik. Dasar/kaki yang berbentuk ladam/tapal kuda, menopang badan mikroskop sehingga dapat berdiri tegak. Pada kaki ini terdiri suatu pilar yang kokoh tempat bertumpu bagian yang dianggap sebagai pegangan/lengan mikroskop dengan sistem perengselan penggerak yang berfungsi mengatur posisi sesuai dengan yang dikehendaki (biasanya mampu digerakkan ke posisi tegak lurus sampai dengan agak condong/condong ke arah belakang). Selanjutnya bagian panggung/meja sediaan mikroskopis (di sebelah depan atas pilar).

Meja sediaan ini biasanya dilengkapi dengan suatu lubang (tepat di tengah), untuk meluruskan cahaya yang berasal dari diafragma yang terletak di bawah meja. Terdapat juga Penjepit sediaan. Ada kalanya pada tipe yang lain

(58)

dijumpai bagian penggeser yang mampu menempatkan posisi sediaan mikroskopis ke arah samping kanan kiri atau depan belakang/untuk menempatkan letak struktur yang tepat pada sediaan sesuai yang dikehendaki. Tepat di bawah meja sediaan/lurus dengan lubang sinar di tengah tengahnya, melekat kondensor yang berfungsi untuk memfokuskan sinar masuk dari cermin ke benda yang diamati. Tepat di bawah kondensor terdapat diafragma dengan fungsi untuk mengatur kebutuhan (banyak sedikitnya sinar masuk).

Cermin cekung datar terletak di bawah subpanggung sediaan Tabung/

tubus melekat pada lengan mikroskop lengkap dengan bagian optiknya. Biasanya mikroskop biologi dilengkapi dengan bagian tabung yang dapat dinaikkan dan diturunkan, tujuannya agar lensa dapat di fokus dengan baik dan tepat, karena pada lengan mikroskop terdapat bonggol pengatur kasar (makrometer) dan bonggol pengatur halus (mikrometer). Terdapat juga jenis mikroskop di mana panggung/meja sediaan dapat bergerak naik turun.

Bagian optik terdiri dari lensa okuler, lensa objektif, lensa kondensor dan cermin (cekung-datar) dan diafragma. Pada tubus/tabung berdekatan dengan mata pengamat terletak suatu lensa okuler dengan kemampuan membesarkan bayangan benda. Lensa ini mudah digerakkan untuk dilepas dari dudukannya pada tabung.

Pada lensa ini tertulis angka-angka yang menunjukkan kemampuan membesarkan yakni berkisar 6 X, 10 X, 12,5 X dan 15 X. Perkalian antara angka-angka yang tertera pada lensa okuler dengan lensa objektif merupakan perbesaran total sebuah mikroskop (misal kita menggunakan lensa okuler 10 X; kombinasi lensa objektif 10 X; berarti perbesaran total adalah 100 X).